纯化抗体时，磁珠总是拉不下来蛋白，怎么办

可能是你的洗脱调节太温和。提高洗脱液咪唑浓度至500mM，还不能洗脱时，可以尝试降低洗脱液pH至4.0，但低pH会也导致金属离子脱落；也可能是 蛋白吸附在磁珠上无法洗脱。对于非特异性疏水吸附的蛋白，可以增加NaCl浓度至1M，或添加0.1%~2%的Triton X-100。对于聚集沉淀在磁珠上的，可以在洗脱缓冲液中加入6M盐酸胍进行变性洗脱。

1.可以改变超声功率或者其它方法破碎细胞。

2. 确保缓冲液中螯合剂，还原剂，咪唑浓度不是很高。

3.在缓冲液中加变性剂（4-8M尿素，4-6M盐酸胍），然后用IMAC介质纯化。

1、可能原因：洗脱条件太温和

　　解决方法：增加洗脱咪唑浓度或降低pH。

　　2、可能原因：蛋白沉积在介质上

　　解决方法：减少上样量，优化层析条件。

　　3、可能原因：非特异性结合

　　解决方法：缓冲液加2%TritonX-100和NaCl

1、根据蛋白质性质调节盐离子浓度增加蛋白的溶解度。增加磁珠的量，提高蛋白结合上磁珠的几率。

2、可以降低咪唑浓度、降低盐离子浓度来增加蛋白与磁珠的结合力。

3、还有一种可能目标蛋白没有his标签，建议Western blot确认标签，重新构建载体。