如何分离到纯的神经元细胞？

实验材料 母鼠

试剂、试剂盒 BSS

仪器、耗材 无菌器械显微镜

实验步骤

1. 杀死怀孕 18 天母鼠（常用过量 CO2 使其窒息），用无菌器械取出胚胎，放在无菌的培养皿中。

2. 取下胚胎的头，放在盛有 4 ml 不含 Ca2+ 和 Mg2+ 的平衡盐溶液（BSS）的培养皿中。

3. 从头颅骨上取下脑，放在 35 mm 培养皿中的 BSS 液滴上，培养皿中半装满 Paraplast（Sigma）。

4. 在显微镜下剥离脑膜，取下海马体，放在装有 BSS 的 35 mm 培养皿中。

5. 海马体在新鲜配制的 0.25% 胰酶 BSS 溶液中 37℃ 孵育 15 分钟。

6. 小心吸掉胰酶溶液，加入 5 ml BSS，层流柜中室温放置 5 分钟。重复此步两次或更多次，后加入 2 ml BSS。

7. 首先用普通巴斯德吸管分离细胞，然后换用一支用火烧平、内径缩小一半的吸管。

8. 计数细胞，确定细胞密度。

9. 所需数目的细胞悬浮于接种培养基中，接种培养皿中 poly-L-lysine 预处理的盖玻片。如果用于生化实验，细胞直接接种 poly-L-lysine 处理的培养皿。

10. 2~4 小时后，盖玻片转移至含有单层神经胶质的培养皿中，培养皿中是维持培养基。

11. 每周更换 3 ml 培养液。

取孕14~16 d的SD大鼠胚胎端脑皮层在条件培养基中培养增殖传代分化,用神经干细胞特异性抗体———巢蛋白(Nestin)鉴定克隆细胞,用特异性的单克隆抗体鉴定克隆球诱导分化后的细胞。

分离大鼠胎鼠腹侧中脑组织，加入丝裂原bFGF进行克隆密度培养