免疫组化检测时，如何控制显色背景？

1、每一步一定要充分清洗，做细胞培养片子时，要避免冲洗液直接冲到细胞上，以防将细胞冲走。

2、控制好DAB染色时间，最好在显微镜下控制时间，在我们的实验过程中，发现DAB染色时间与书上描写的（要求5-15分钟）差异很大，一般120秒就开始变色，时间过长将出现明显的假阳性结果。

3、一抗的浓度不能太高,否则会竞争性拮抗.但也不能太低,每次冲洗要把水吸干,否则会人为地降低浓度。

4、一抗如果是单抗的话，建议腹水1：1000稀释，纯化抗体使用2~10ug/ml工作浓度，若是多抗血清，背景难免会高一些，能纯化尽量纯化；当然了，如果是商品化的多抗，一般都是经过抗原反相纯化过的，效果应当比单抗还好，稀释比例参考单抗。

5、BSA、DAB要过滤。

6、甲醇、H2O2处理要合适。

7、注意孵育温度。

在显色之前充分洗涤浸泡，若背景仍高的话可以用热的PBS洗涤；在显色时，一定要在镜下严格观察结果变化，而不是一味的看显色时间。

显色背景是免疫组化检测中常见的问题之一，可能会影响图像的质量和分析结果的准确性。以下是几种常用的方法来控制显色背景：

阻断非特异性结合：在进行免疫组化染色前，可以使用一些非特异性抗体或蛋白质来阻断非特异性结合。例如，可以使用5%牛血清蛋白或者5%蛋白酶抑制剂等来进行阻断。

优化抗体浓度：抗体浓度的过高或过低都可能导致显色背景增加。因此，需要通过试验来确定最佳抗体浓度，以使显色背景最小化。

增加洗涤步骤：增加洗涤步骤可以帮助去除非特异性结合和杂质，从而降低显色背景。应该使用合适的洗涤缓冲液和洗涤次数，以确保彻底去除非特异性结合和杂质。

使用适当的检测系统：在选择检测系统时，应根据实验需要选择合适的显色底物。例如，使用碳酸酸性磷酸盐缓冲液或醋酸钠缓冲液可以减少显色背景。

应用负对照：在进行免疫组化染色前，应设置负对照，以确定任何显色背景是特异性还是非特异性。负对照应使用相同的步骤，但省略原发性抗体。

总之，在进行免疫组化染色时，应该注意合适的阻断剂使用、优化抗体浓度、增加洗涤步骤、选择合适的检测系统和使用负对照等控制显色背景。