用bradford法定量蛋白的时候，用紫外分光光度计做线性的时候，相关系数总是做的不好，有没有相似经验的？

首先，实验习惯很重要，用枪的手法也是有标准的，可以去搜搜，保证稀释浓度准确。

其次，样品用的什么溶剂，标准品也用什么溶剂溶解，保持一致。

还有一点很重要，但是经常被忽视的：溶液里有些物质会对bradford法有影响。bradford法不受还原试剂的影响，样品中β–巯基乙醇的浓度可高达1M，DTT浓度的可高达5mM。但会收到略高浓度的去垢剂的影响，需要确保SDS低于0.01%，Triton X-100低于0.05%，Tween20、60、80低于0.015%。

如果某个点比较偏移标曲，那就删去这个点。这样我测出来的标曲基本在0.98

最后，如果样品中没有还原剂，推荐用BCA法测蛋白浓度，标曲线性度非常好，0.999也是常有的。

相关性不好，说明你加样有问题,不需要所有点都在趋势线上，大概差不多就行，反正测的浓度也是一个参考值

用考马斯亮蓝检测时，应该注意，当吸光度大于 0.8A 时，请把样本稀释后再测定。样品稀释浓度最好在标准曲线范围之间。Bradford 法测定蛋白浓度时待测样品浓度在 1～1500 ug/mL浓度范围内有较好的线性关系。 您也可以根据需要调整标准蛋白稀释浓度范围来绘制标准曲线，以便得到更精确的结果。最好使用塑料或玻璃比色皿。染料-蛋白结合物附着在石英比色皿后难以洗去，因此不宜使用石英比色皿。如使用石英比色皿，使用后立即用少量 95%的乙醇荡洗，以洗去染色。用完后可以乙醇反复清洗。塑料比色皿决不可用乙醇或丙酮长时间浸泡。比色顺序从蛋白浓度低的管开始，中间不必清洗比色皿，以免影响结果。