通过在论坛中和站友们的交流，我发现很多求助细胞的站友培养细胞时间并不长，部分站友甚至没有经过系统的培训，仅靠课本知识和少量指导就开始尝试培养细胞，在培养过程中难免遇到不少问题，最常见的便是细胞污染。本人从读研开始接触细胞培养到现在近十年，从最开始的向实验室师兄师姐学习，到后来工作后和其他同事之间相互交流，在细胞培养这块还略有心得，所以我就个人的经验谈下我是如何防治细胞污染的，希望能帮到大家。 无论新人还是老手，在细胞培养过程中都可能遇到细胞污染的情况。那对于细胞污染，个人觉得最重要的是预防，因为细胞一旦污染，想救是非常困难的，即便救活，细胞状态也会变差，进而影响实验结果，所以我这边先来讲讲如何预防。生物安全柜是细胞处理的主要场所，而培养箱是细胞生长的主要场所，所以细胞污染通常就发生在这两个地方。那么在使用生物安全柜和培养箱时如何做好预防措施呢？ 首先，所有进入安全柜的东西都要尽可能保证无菌。如果实验室条件允许，那直接购买商品化的试剂和耗材是最稳妥的，例如Gibco、Hyclone的试剂，Eppendorf、Corning的耗材，这些大品牌的试剂和耗材一般只要是

关于如何鉴定收到的新细胞是否有污染，很多站友，特别是新接触细胞培养的站友通常没有太多经验，在此我分享下我这边接收到新细胞后是如何判断是否有污染的。一、肉眼观察以下几项：1. 细胞瓶身：如果瓶身上没有裂缝，正常；如果瓶身上有裂缝，则污染几率非常大。2. 培养基颜色：如果培养基颜色是红色或者粉色，正常；如果是橙色，则可能是污染或者细胞过密；如果是黄色，则污染几率非常大。3. 培养基澄清度：如果培养基澄清，正常；如果有少许漂浮物，则可能是污染或者有细胞凋亡；如果培养基很浑浊，甚至出现絮状物，则污染几率非常大。二、进行显微镜下观察（通常观察前需先静置细胞1-2h）显微镜下可以清晰观察到细胞是否有菌类污染，菌类污染通常分为杆菌、球菌和霉菌，为了方便大家分辨，我特地找了之前收到有典型污染的细胞照片，希望能帮助大家判断。1. 杆菌常见的有大肠杆菌，长度通常在2-5um左右。2. 球菌常见的有葡萄球菌，直径通常在1-2um左右。3. 霉菌常见的有毛霉，菌丝宽2-10um左右，长度短则几十um，长则可达几mm。 需要提醒的是，因为运输过程中细胞离开了其正常生长所需要的环境，部分细胞会出现凋

污染的类型 细胞培养过程中的污染不仅仅指微生物，而且还包括所有混入培养环境中的、对细胞生存有害或造成细胞不纯的物质，包括生物和化学物质。 一、细菌污染 细菌污染是实验室细胞培养中常见的污染，即使在细胞培养液中加入了抗菌素(一般为预防剂量)，也可能因为操作不慎而引起污染。最常见的有革兰氏阳性菌，如枯草杆菌以及大肠杆菌、假单胞菌等革兰氏阴性菌，其中又以白色葡萄球菌较常见。 培养细胞受细菌污染后，会出现培养液变混浊，pH改变。也有的培养液肉眼观察无多少改变，只能在镜下发现菌体才知污染。所以，每天应仔细观察。污染后细胞发生病理改变，胞内颗粒增多、增粗，最后变圆脱落死亡，造成试验失败和细胞株(系)丢失。 二、真菌污染 真菌污染是细胞培养过程中最常见的一种，尤其在霉雨季节进行细胞培养更易污染。最常见的真菌有烟曲霉、黑曲菌、孔子霉、毛霉菌、白色念珠菌和酵母菌。 培养细胞受真菌污染后，可见培养液中漂浮着白色或浅黄色的小点，有的散在生长，培养液一般不发生混浊；倒置显微镜下可见丝状、管状或树枝状的菌丝纵横交错在细胞之间或培养基中，有的呈链状

细胞培养中的污染化学污染化学污染是一些对细胞有毒性的或对细胞产生刺激的化学物质。这些污染一般来自于没有洗净的器皿、不纯的化学试剂和质量较差的蒸馏水等。化学污染中比较引人注意的是细菌内毒素。它是革兰氏阴性细菌细胞死亡后解体释放出的疏水性的细胞壁组成物质，对塑料等疏水性强的物质有很强的吸附能力。细菌内毒素可刺激部分细胞产生一些激素或细胞因子，对细胞生长和实验结果产生影响。细菌内毒素是临床上的最主要的热原（即注射到动物体内会导致动物发热），所以通过细胞培养生产的疫苗、细胞因子等用在临床上的药品的生产过程中更是要避免细菌内毒素的污染。生物污染生物污染包括比较容易发现的细菌、霉菌和酵母的污染，和较难发现的病毒、支原体和其他细胞的污染。细菌、霉菌和酵母到处存在，它们能在合适的环境中非常快速的生长。这些污染比较容易观察到，它们往往会使其污染的培养液产生可见的变化，或者通过显微镜观察就可以看见。由于病毒有种属特异性，所以病毒污染的概率比较小。但是病毒污染难于发现，因为病毒颗粒特别微小，一般的实验室都没能力检查细胞培养中污染的病毒。由于病毒一般潜伏在细胞内，对整个细胞培养不是致死的，所以它可能会使研究人

丁香园网友simon的观点：支原体是一种大小介于细菌和病毒之间(最小直径0．2um)并独立生活的微生物．约有1%可通过滤菌器。支原体无细胞壁形态呈高度多形性．可为圆形、丝状或梨形。支原体形态多变，在光境下不易看清内部结构。电镜下观察支原体膜为三层结构．其中央有电干密度大的密集颗粒群或丝状的中心束。支原体多吸附或散在于细胞表面和细胞之间。横断面与细胞微绒毛相似，但微绒毛电子密度比支原体小，且中央无颗粒群或中央束。支原体代谢需固醇类物质、部分种类需要精氨酸、O 2或葡萄糖，每一种支原体都有自身持点。多数支原体适合于偏碱条件下生存(PH7．6—8．0)，对酸耐受性差。对热比较敏感，对一般抗生素不敏感。支原体污染细胞后．培养液可不发生混浊．多数情况下细胞病理变化轻微或不显著，细微变化也可由于传代、换液而缓解．因此易被忽视。但个别严重者，可致细胞增殖缓慢．甚至从培养器皿脱落。为确定有无支原体污染可做如下检酗：①相差显微境检测：将细胞按种于事先放置于培养瓶内的盖玻片上，24h后取出，用相差油镜观察．支原体呈暗色微小颗粒位于细胞表面和细胞之间。②荧光染色法：荧光染色用能与DNA特异性结合的荧光染料H

细胞培养中的无菌技术：1. 实验进行前，无菌室及无菌操作台(laminar flow) 以紫外灯照射30-60 分钟灭菌，以70 % ethanol 擦拭无菌操作台面，并开启无菌操作台风扇运转10 分钟后，才开始实验操作。每次操作只处理一株细胞株，且即使培养基相同亦不共享培养基，以避免失误混淆或细胞间污染。实验完毕后，将实验物品带出工作台，以70 % ethanol 擦拭无菌操作台面。操作间隔应让无菌操作台运转10分钟以上后，再进行下一个细胞株的操作。2. 无菌操作工作区域应保持清洁及宽敞，必要物品，例如试管架、吸管、吸取器或吸管盒等可以暂时放置，其它实验用品用完即应移出，以利于气流之流通。实验用品以70 % ethanol 擦拭后才带入无菌操作台内。实验操作应在台面的中央无菌区域，勿在边缘的非无菌区域操作。3. 小心取用无菌的实验物品，避免造成污染。勿碰触吸管尖头部或容器瓶口，亦不要在打开的容器正上方操作实验。容器打开后，以手夹住瓶盖并握住瓶身，倾斜约45° 角取用，尽量勿将瓶盖盖口朝上放置桌面。4. 工作人员应注意自身的安全，须穿戴实验衣及手套后才进行实验。对于来自人类或是病毒感染

细胞培养中常见的污染情况总结如下:常见的污染如下：1、细菌：细菌在普通倒置显微镜下为黑色细沙状，根据感染细菌的不同，可有不同的外形，培养液一般会浑浊变黄，对细胞生长影响明显。仔细检查一下器皿的灭菌情况，是否在高压灭菌时放气时间足够，压力足够！尤其是和储存培养液接触的移液管等物品，连续两次污染的话有可能造成储存液污染，一定要注意！下次使用前检查一下培养液是否存在浑浊的现象！可在培养液中加相应的抗生素处理2、霉菌：培养液是清亮的，倒置显微镜下无杂质，37度孵箱培养2-3天，仍清亮，但出现絮状杂质，镜下可见呈细丝状的团状漂浮物，可看到明显的菌丝，细胞仍可生长，但时间长之后，细胞的活力状态变差，用硫酸铜溶液擦拭CO2孵箱内，再把水盘里也加上饱和量的硫酸铜。或者在培养箱的托盘加入饱和的消毒磷酸氢二钠高盐液体,可以防止霉菌污染。CO2孵箱被霉菌污染后，可把所有细胞暂时转移，采用过氧乙酸擦洗孵箱（包括隔板，箱壁）。并把过氧乙酸放置在孵箱内一个小时，使其蒸汽弥漫。待过氧乙酸的气味消散后，再移入细胞。孵箱应定期清洁（2月左右），尤其在多雨的季节。其它培养箱清洗方法是：用84液擦洗－清水擦洗－75%酒精擦

这段做MTT走了不少弯路，后来看了园子里有许许多多的建议和指导，再做时结果好了很多，心里很是感激，于是把众多的帖子进行了总结，希望对后来者有所帮助！同时感谢各位前辈的良帖！！MTT大汇总实验前应明确的问题1.选择适当的细胞接种浓度。一般情况下，96孔培养板的一内贴壁细胞长满时约有105个细胞。但由于不同细胞贴壁后面积差异很大，因此，在进行MTT试验前，要进行预实验检测其贴壁率、倍增时间以及不同接种细胞数条件下的生长曲线，确定试验中每孔的接种细胞数和培养时间，以保证培养终止致细胞过满。这样，才能保证MTT结晶形成酌量与细胞数呈的线性关系。否则细胞数太多敏感性降低，太少观察不到差异。2.药物浓度的设定。一定要多看文献，参考别人的结果再定个比较大的范围先初筛。根据自己初筛的结果缩小浓度和时间范围再细筛。切记！否则，可能你用的时间和浓度根本不是药物的有效浓度和时间。3. 时间点的设定。在不同时间点的测定OD值，输入excel表，最后得到不同时间点的抑制率变化情况，画出变化的曲线，曲线什么时候变得平坦了（到了平台期）那个时间点应该就是最好的时间点（因为这个时候的细胞增殖抑制表现的最明显）。4.培

一、GUS报告基因的定性检测GUS能与显色底物X-gluc 反应，显现蓝色，因而可以通过组织化学染色定性研究GUS的表达水平和表达模式。GUS 染色的稳定性好，组织定位精确，成为在植物中运用很广的报道基因。1. GUS染色底物的配制试剂名称母液浓度母液配制方法工作液浓度工作液配制方法磷酸缓冲液（pH7.2）0.5 M将0.5 M Na2HPO4 和0.5 M NaH2PO4 混合50 mM1 mlTriton X-10010%取10 ml Triton X-100溶于水，定容至100 ml0.1%0.1 ml铁氰化钾K3Fe(CN)6100 mM将3.2924 g 铁氰化钾溶于水，定容至100 ml2 mM0.2 ml亚铁氰化钾K4[Fe(CN)6] •3 H2O100 mM将4.2239 g 亚铁氰化钾溶于水，定容至100 ml2 mM0.2 mlEDTA0.5 M将18.61 g Na2EDTA•2H20溶于水，调pH为8.0，定容至100 ml水10 mM0.2 mlX-Gluc//2 mM10.4 mgddH2O///定容至10 ml表1. GUS染色底物的配制_0.5_M_

大部分蛋白质都可溶于水、稀盐、稀酸或碱溶液，少数与脂类结合的蛋白质则溶于乙醇、丙酮、丁醇等有机溶剂中，因些，可采用不同溶剂提取分离和纯化蛋白质及酶。（一）水溶液提取法稀盐和缓冲系统的水溶液对蛋白质稳定性好、溶解度大、是提取蛋白质最常用的溶剂，通常用量是原材料体积的1-5倍，提取时需要均匀的搅拌，以利于蛋白质的溶解。提取的温度要视有效成份性质而定。一方面，多数蛋白质的溶解度随着温度的升高而增大，因此，温度高利于溶解，缩短提取时间。但另一方面，温度升高会使蛋白质变性失活，因此，基于这一点考虑提取蛋白质和酶时一般采用低温（5度以下）操作。为了避免蛋白质提以过程中的降解，可加入蛋白水解酶抑制剂（如二异丙基氟磷酸，碘乙酸等）。下面着重讨论提取液的pH值和盐浓度的选择。1、pH值蛋白质，酶是具有等电点的两性电解质，提取液的pH值应选择在偏离等电点两侧的pH 范围内。用稀酸或稀碱提取时，应防止过酸或过碱而引起蛋白质可解离基团发生变化，从而导致蛋白质构象的不可逆变化，一般来说，碱性蛋白质用偏酸性的提取液提取，而酸性蛋白质用偏碱性的提取液。2、盐浓度稀浓度可促进蛋白质的溶，称为盐溶作用。同时稀盐溶液因

本文根据自身实验经验总结，针对 PCR 实验过程出现的问题举例，提供可实施的解决方法。并根据经验列举了提高 PCR 反应特异性的方法。问题 1：假阴性（无扩增产物）现象：正对照有条带，样品无条带可能原因：· 模板：含有?Taq 酶抑制剂、杂蛋白，模板上样量低或模板降解· 引物：引物降解，引物设计不合理· 试剂：酶失活，buffer 不合适· 反应条件：退火温度高，延伸时间短解决方法：· 纯化模板并重新提取，并检测模板是否含有抑制剂· 重新设计引物并低温保存· 优化 buffer，摸索镁离子浓度或适当加入 DMSO（小于 0.3%）· 提高退火温度，增加延伸时间（反应条件参照试剂盒说明书）问题 2：假阳性现象：空白对照出现条带可能原因：· 引物设计不适，与目的序列具有同源性· 试剂污染：水、移液枪等被核酸污染· 样品间出现交叉污染解决方法：· 实验仪器高压灭菌· 实验试剂（酶除外）高压灭菌，离心管枪头一次性使用· 规范实验操作· 假阳性可通过巢式 PCR 解决，或者使用特异性较高的试剂盒扩增问题 3：拖尾、弥散现象：电泳出现拖尾、涂抹带可能原因：· 酶用量过多· 模板纯度较低· dNTP

主要可以归结为以下 6 种： （1）扩增曲线不光滑 主要有两个原因： 一是扩增信号太弱，经系统矫正后，就产生这样抖啊抖的线，小编建议大家提高模板浓度重复实验。二是仪器本身的问题，可能在扩增过程中仪器出现了波动或者本身该检测孔出现了异常。 （2）扩增曲线断裂或下滑 比较典型的曲线下滑如上图所示，主要原因是模板浓度太高了，在基线期内就起峰了，仪器会默认起峰的线条仍为基线部分，将扩增曲线往基线位置下拉，因此你的曲线就趴下来啦～这种情况大家也不要慌，可以减小基线终点（例如基线期默认 3 - 15 个循环，改为 3 - 10 个循环），重新分析数据，一般都能得到一个比较好的结果。 （3）个别扩增曲线骤降这是比较常见的一个问题，反应管内若留有气泡，温度升高后会导致气泡破裂，使仪器检测到的荧光值突然降低。所以大家进行扩增反应之前，一定要仔细检查反应管内是否有气泡残留。 （4）扩增曲线呈锯齿状且不连续 这个可以参考上图，这是典型的 ROX 添加不当导致的异常结果，曲线杂乱。大家首先可以尝试去掉 ROX 分析数据，看一下重复性是否 OK（复孔间 STD<0.2），如果还是不行，只能下次实验的

一、导论已经提出过许多方法用于从细菌中提纯质粒DNA，这些方法都含有以下3个步骤:细菌培养物的生长。细菌的收获和裂解质粒DNA的纯化。(一)细菌培养物的生长从琼脂平板上挑取一个单菌落，接种到培养物中(有含有行当抗生素的液体培养基中生长)，然后从中纯化质粒，质粒的提纯几乎总是如此。现在使用的许多质粒载体(如pUC系列)都能复制到很高的拷贝数，惟致只要将培养物放在标准LB 培养基中生长到对数晚期，就可以大量提纯质粒。此时，不必造反性地扩增质粒DNA。然而，较长一代的载体(如pBR322)由于不能如此自由地复制，所以需要在得到部分生长的细菌培养物中加入氯霉素继续培养若干小时，以便对质粒进行性扩增。氯霉素可抑制宿主的蛋白质合成，结果阻止了细菌染色体的复制，然而，松弛型质粒仍可继续复制，在若干小时内，其拷贝数持续递增。这样，像pBR322-类的质粒，从经氯霉素处理和未经处理的培养物中提取质粒的产量迥然不同，前者大为增高。多年来，加入足以完全抑制蛋白质合成的氯霉素μg/ml)已成为标准的操作、用该方法提取的质粒DNA量，对于分子克隆中几乎所有想象到的工作任务。(二)细菌的收获和裂解细菌的收获可通过

一．概述：基因敲除是自80年代末以来发展起来的一种新型分子生物学技术，是通过一定的途径使机体特定的基因失活或缺失的技术。通常意义上的基因敲除主要是应用DNA 同源重组原理，用设计的同源片段替代靶基因片段，从而达到基因敲除的目的。随着基因敲除技术的发展，除了同源重组外，新的原理和技术也逐渐被应用，比较成功的有基因的插入突变和iRNA ，它们同样可以达到基因敲除的目的。二．实现基因敲除的多种原理和方法：1．利用基因同源重组进行基因敲除基因敲除是80年代后半期应用DNA 同源重组原理发展起来的。80年代初，胚胎干细胞（ES细胞）分离和体外培养的成功奠定了基因敲除的技术基础。1985年，首次证实的哺乳动物细胞中同源重组的存在奠定了基因敲除的理论基础。到1987年，Thompsson首次建立了完整的ES细胞基因敲除的小鼠模型[1]。直到现在，运用基因同源重组进行基因敲除依然是构建基因敲除动物模型中最普遍的使用方法。(1)利用同源重组构建基因敲除动物模型的基本步骤：①． 基因载体的构建：把目的基因和与细胞内靶基因特异片段同源的DNA 分子都重组到带有标记基因(如neo 基因，TK 基因等)的载体上

蛋白质翻译后修饰 (Protein translational modifications，PTMs) 通过功能基团或蛋白质的共价添加、调节亚基的蛋白水解切割或整个蛋白质的降解来增加蛋白质组的功能多样性。这些修饰包括磷酸化、糖基化、泛素化、亚硝基化、甲基化、乙酰化、脂质化和蛋白水解，几乎影响正常细胞生物学和发病机制的所有方面。因此，识别和理解 PTM 在细胞生物学和疾病治疗和预防的研究中至关重要。 看到一篇 Thermo Fisher的文章，关于翻译后修饰Post-Translational Modifications (PTMs)，分享在这儿，原文是英文，值得收藏和学习哦！文末也有PTMs的一些数据库分享！Introduction：在过去的几十年里，科学家们发现人类蛋白质组比人类基因组要复杂得多。虽然估计人类基因组由 20,000 至 25,000 个基因组成，但人类蛋白质组中的蛋白质总数估计超过 100 万个。这些估计证明单基因编码多个蛋白。基因组重组、选择性启动子处的转录起始、差异转录终止和转录本的选择性剪接是由单个基因产生不同 mRNA 转录本的机制。蛋白质翻译后

为探究生物进程的分子机制，需要确定介导这个过程的蛋白质-蛋白质间的相互作用。研究蛋白质间相互作用的主要技术总结如下：一、酵母双杂交系统酵母双杂交系统是当前广泛用于蛋白质相互作用组学研究的一种重要方法。其原理是当靶蛋白和诱饵蛋白特异结合后，诱饵蛋白结合于报道基因的启动子，启动报道基因在酵母细胞内的表达，如果检测到报道基因的表达产物，则说明两者之间有相互作用，反之则两者之间没有相互作用。将这种技术微量化、阵列化后则可用于大规模蛋白质之间相互作用的研究。在实际工作中，人们根据需要发展了单杂交系统、三杂交系统和反向杂交系统等。Angermayr等设计了一个SOS蛋白介导的双杂交系统。可以研究膜蛋白的功能，丰富了酵母双杂交系统的功能。此外，酵母双杂交系统的作用也已扩展至对蛋白质的鉴定。二、噬茵体展示技术在编码噬菌体外壳蛋白基因上连接一单克隆抗体的DNA序列，当噬菌体生长时，表面就表达出相应的单抗，再将噬菌体过柱，柱上若含目的蛋白，就会与相应抗体特异性结合，这被称为噬菌体展示技术。此技术也主要用于研究蛋白质之间的相互作用，不仅有高通量及简便的特点，还具有直接得到基因、高选择性的筛选复杂混合物、在筛

Aebersold和其合作者开发了一种同时对蛋白质组进行鉴定和相对定量的方法，即一种包含在无胶蛋白质组流程中的同位素标记技术(Gygi等，1999)。他们提出使用一种试剂，这种试剂能够使两种同位素在形式上具有明显的区别，即同位素标记的亲和标签(isotopicallycodedaffinitytag，ICAT)试剂。ICAT试剂的结构包含一个生物素头部、一个连接部分和一个碘激活的羰基基团，这个羰基基团能够特异性地与半胱氨酸侧链反应。重同位素的形态与轻同位素的形态的差别相当于在连接区部分的8个氢原子被8个氘原子取代。这种方法的设计目的是比较一对生物样品。两个蛋白质样品(细胞状态I和细胞状态Ⅱ)分别单独用d0 ―ICAT和d8 ―ICAT试剂标记，然后混合，并用胰蛋白酶水解。然后将肽混合物送至生物素―亲和色谱柱分析。这一步骤通过分离和对含半胱氨酸残基肽的洗脱来完成对肽混合物的简化。洗脱步骤与能够进行质谱和串联质谱的仪器偶联。一对不同标记的肽几乎在相同的时间洗脱，可以通过两个距离为8kDa的质谱信号识别出来。因为预计d0 修饰的肽和d8 修饰的肽的电离性质是相同的，所以在每一个肽上都可以完成

相关专题蛋白质组蛋白质组（proteome）一词是澳大利亚科学家Williams和Wilkins于1994年首先提出的，它是指一个细胞或一个组织基因组所表达的全部蛋白质总和，是对应于一个基因组的所有蛋白质构成的整体。短短20年间，蛋白质组的研究取得了惊人的进展，这相当程度上要归功于质谱技术在蛋白质组中的应用和不断发展。同时，蛋白质组和基因组的发展是相辅相成的，凡是经过基因组测序的物种，都可以用质谱技术大规模鉴定其蛋白质组成。当前，比较主流的蛋白质组学研究方案当属LC-MS/MS系统， LC-MS/MS系统使一次实验鉴定上万个蛋白成为可能。基于LC-MS/MS系统方案也叫shot-gun法，质谱的采集模式为DDA（Data Dependent Acquisition）。在这种模式下，质谱根据离子化的肽段母离子的强度，依次选择10到20个强度最大的离子进入串联质谱，进行进一步碎裂，然后经过与模板蛋白质数据库比较确认。这种方法无疑丢失了大量有用的肽段母离子信息。此外，经过二级碎裂的二级谱图，在后期使用软件鉴定中也仅有少量谱图得到解析（约30%），大部分谱图依然得不到有效利用。由于质谱选择离子

表达分析、分子生物学研究以及新的分析软件工具将会推进生物系统水平的研究。文/EricChan西雅图RosettaBiosoftware数据分析师译/李亚萍在基因表达研究中，广泛的基因分析可以对生理状态或者是一个细胞表型有关的基因进行系统监测。可以利用高通量分析在数据输出和获取数据快捷两方面的优势，对药物发现过程中的药靶候选基因进行鉴定，在假设驱动的研究中，该技术也提供了必须的系统背景知识。一旦微阵列技术成熟，研究人员就能进行转录组研究，寻找感兴趣的标记基因。正如肿瘤基因表达对各种来源的组织和患者存活结果的相关性分析例子一样，通过微阵列技术进行的基因表达分析研究将在生物标记发现过程中继续扮演重要作用。尽管微阵列的分析能力很强大，转录组学研究平台只包括那些适应生长条件变化细胞的转录物。大多数细胞内和细胞间的生物化学过程都会受到蛋白质-蛋白质或者其他蛋白质-底物相互作用的影响。蛋白质组水平的基因表达分析提供了一个快速的可控制生物合成的快照过程，其中大部分是由转录组学平台调控的。同时，转录组本身通过表达的蛋白质或者是细胞生化状态下其他的变化，进行反馈控制。换句话说，基因表达不仅仅是从转录组到蛋

1 背景和意义从生命活动的直接执行者——蛋白质的角度研究生命现象和规律（特别是疾病防治和病理研究）已成为研究生命科学的主要手段。而这些研究往往离不开对细胞、组织或器官中含有蛋白质种类和表达量的研究。对处不同时期、不同条件下蛋白质表达水平变化的研究，识别功能模块和路径，监控疾病的生物标志物，这些研究都需要对蛋白质进行鉴定和定量。生物质谱技术的出现和不断成熟为蛋白质差异表达分析提供了更可靠、动态范围更广的研究手段。基于质谱技术，科学家们不断开发出新的定量蛋白质组学方法，来了解细胞、组织或生物体的整体蛋白质动力学。2 方法学介绍目前较主流的定量蛋白质组学方法有5种，分别是Label-free、iTRAQ、SILAC、MRM(MRMHR)、和SWATH。简述如下：2.1 Label-freeLabel-free定量，即非标记的定量蛋白质组学，不需要对比较样本做特定标记处理，只需要比较特定肽段/蛋白在不同样品间的色谱质谱响应信号便可得到样品间蛋白表达量的变化，通常用于分析大规模蛋白鉴定和定量时所产生的质谱数据。Label-free定量不需要标记处理，操作简单，可以做任意样本的总蛋白质差异定量，但