双向电泳操作步骤

一、样品制备。

1.  称重后将样品加入Dounch匀浆器。每100 mg 组织加入1.5——2.0 ml SDS/或尿素/溶解缓冲液，用B号研棒冲击50次，然后以A号研棒冲击50次。

2.  放置几分钟后，取一小份样品于200 μl 离心管100 000 g 离心2 h 以上或在200 000 g 以上离心1 h。保留上清（蛋白样品）。加样于第1向凝胶上。

二、第一向等电聚焦。

1.  在干净的1.5 mm 内径的凝胶柱管上作好标记以指示应灌制凝胶柱的髙度。用橡皮筋将凝胶柱管捆绑成束，在一水平面上垂直竖起管束，从其顶部向下推压，使各柱管的底部平齐。

2.  用三、四层Parafilm膜小心封好2.5——3.0 cm 内径的凝胶灌制管的一端，使之形成一个结实的水密性的密封面。

3.  将凝胶柱管束放入凝校灌制管内，用环形支架和夹子将灌制管固定在垂直的位置，并使其密封端置于一水平面之上。

4.  加8.25 g 尿素、6.0 ml 水、2.0 ml 30%丙烯酰胺/1.8%亚甲双丙烯酰胺、0.75 ml pH4——8的Ampholytes 两性电解质于一个小的真空瓶中。瓶内加一小搅棒，将瓶子置于磁力搅拌器的温水浴中，搅拌至尿素全溶于水，不要加热使溶液温度超过30℃。

5.  在强真空下脱气2——3 min，加入0.3 ml NP-40，摇晃使之溶解混匀。

6.  将溶液倒入带0.2或0.45 μm 针头式滤器的注射器中，推压使之通过滤器。加入10 μl TEMED，摇匀；再加70 μl 过硫酸铵，摇匀。立即用吸管将溶液加入到凝胶柱管和大的凝胶灌制管之间的空间。

7.  用一洗瓶轻轻地在凝胶往管的外面加入水，直至将丙烯酰胺溶液压进拄管至所设定的高度，放置使凝胶聚合。

8.  取去凝胶灌制管底部的Parafilm膜从底部将含有聚合好凝胶的凝胶管推出，用单刃刀片切去管子底部多余的丙烯酰胺。并在流动的去离子水下冲洗，除去残余的丙烯酰胺。

9.  在每根管子的顶部套上橡皮扣眼，留意在扣眼下仍可看见凝胶的顶部，在扣眼上需留约5 mm 凝胶管。

10.  将凝胶管连同扣眼安装在上缓冲液槽的孔眼中，多余的孔眼用橡皮塞子堵紧。

11.  往下缓冲液槽加入大约3 L 0.085%的磷酸。

12.  将上、下缓冲液槽安放在一起，调整下缓冲液槽使液面盖没凝胶。

13.  上缓冲液槽加入250 ml 0.02 mol/l 的NaOH，用带22G皮下针头的1 ml注射器将凝胶管的顶部用0.02 mol/l 的NaOH充满，小心排去凝胶管中的所有气泡。

14.  连接电源，黑色的导线接于上槽。在200 V 恒压下预聚集1 h 撤开电泳槽与电源的连接。

15.  用50 ml 注射器将10——30 μl 蛋白质样品穿过凝胶管上的缓冲液直接加在凝胶的表面。

16.  盖上上槽盖后，连接电源。打开电源调到设定电压，恒压电泳16 h。

17.  将电压调到零位，关闭电源，结束电泳。用50 μl 注射器往毎根凝胶的顶部加入约1 μl 浓溴酚蓝溶液。

18.  用一个装上了 200 μl 移液器的吸头的注射器，将凝胶用水压从凝胶管中挤出。

19.  将凝胶放入作好标记的小瓶中，凝胶可立即使用或在-70℃放置数周。

20.  凝胶管在铬酸冼液中浸泡过夜，在流动的去离子水中冲冼15 min。吸干管子中多余的水分，使之干燥。

三、第二向SDS电泳。

1.  用垫片组装凝胶平板。夹层每边的垫片之上用夹子固定，并置于凝胶支架上。注意玻璃平板和垫片的平齐，收紧夹子以保证密封圈不发生泄漏。调整平板的水平和垂直，在平板间将放上凝胶识别标签，使之留在右下角。

2.  在一个真空瓶中分别加入30%丙烯酰胺/0.8%亚甲双丙烯酰胺，凝胶缓冲液和水，配制凝胶溶液。真空下脱气5 min。

3.  加入10%SDS和TEMED，摇匀；再加入10%过硫酸铵，摇匀。

4.  加入溶液于凝胶夹层中，加至离短的玻璃平板顶部5 mm 处，上面加一层水饱和异丁 醇或水，使凝胶聚合1.5 h。

5.  入平衡缓冲液完全覆盖第1向凝胶。

6.  将凝胶连同平衡缓冲液一起倒于一个置于一烧杯之上的尼龙网筛上，然后将凝胶移于一 5 cm ×15 cm 的玻璃平板上，用小铲将凝胶沿凝胶夹层的一边放好。

7.  用吸管往将要加样的平板凝胶的顶部加一很薄的热的0.5%琼脂糖。

8.  用小铲小心地将第1向凝胶滑到玻璃平板并横跨于平扳凝胶的顶部，第1向凝胶蓝染的一端靠右。

9.  往第1向凝胶上加一层热的0.5%琼脂糖，让琼脂糖固化并将凝胶固定。

10.  将凝胶夹层安置于电泳槽中。往上、下槽加入预冷的电泳缓冲液。

11.  用管子将冷却剂的入口和出口连好，开始让冷却剂流动，使电泳槽中缓冲液的温度保持在10——20℃，保证电泳过程中凝胶得到充分的冷却。

12.  用导线将电泳室与电猓连接，每片凝胶在15——20 mA的电流下电泳至指示染料到达凝胶的底部。

13.  在电泳结束时将电压调至零位，关闭电源。从电泳单元中取出凝胶夹层，并取走夹子。 用小铲将玻璃平板橇起。

四、凝胶的染色。

五、凝胶扫描和分析。

常见问题：

1.重泡胀后的胶可以不用转移到另一个电泳槽，直接跑 2D 的一向吗？

一般情况下是可以的。但当上样量特别大时，可能会有一部分蛋白质没有被胶条吸收，这样跑完 1D 和 2D 胶后，会有很多横向条纹。所以在这种情况下，最好在重泡胀后，将胶条转移到另外一个电泳漕中进行电泳。

2.为什么我在等电聚焦前加的矿物油在聚焦后会减少，暴露出了胶条的背面？

通常情况下，等点聚焦中体系内除了蛋白质还会存在少量带电小分子，当这些带电小分子在电场中向两极运动时，会带动胶条中的水分子运动，水分子运动会带动附近的覆盖油移动，当样品质量不高，带电小分子较多时，会导致覆盖油移动严重溢出胶条槽，此时，通常会伴随胶条的酸性端胶条厚度增加。当发生覆盖油溢出或胶条暴露时，应及时补加覆盖油。为了防止这个现象的发生，应从样品制备时严格控制样品质量，尽量减少带电小分子如盐离子的含量。同时可以在相邻的空电泳槽里，也加入适量（80 %满）的覆盖油。

3.跑第一向时，为什么要设定一个电流的最大值电压（50 μ A/ 胶）？

电流的平方和功率成正比。电流增大，功率增大，放出的热量也随之增大，就会导致胶条的温度增加。当温度超过 30 摄氏度时，缓冲液里的尿素就容易解离，产生一些极性分子，修饰蛋白，从而对等电聚焦产生影响。

4.跑第一向时，为什么刚开始的电压比较低，而后逐渐增高？

刚开始时，体系内的带电小分子比较多（比如无机盐和双极性分子）。所以在这个阶段，电流主要是由这些小分子的移动所产生的。由于这些分子质量小，移动他们不需要很高的电压。当这些小分子移动到他们的目的地时（无机盐移动到极性相反的电极；两性分子移动到对应的 pH 条带），体系内的蛋白质才开始肩负起运载电流的任务，逐渐向所对应的 pH 区域移动，而蛋白质运动需要较高的电压。

5.跑第一向时，为什么会产生一条蓝色的条带，并逐渐向酸性端移动？

蓝色条带是缓冲液中痕量的溴酚蓝被聚焦所产生的。溴酚蓝也是 pH 指示剂，当它移动到酸性区时（pH4），颜色会变成黄色。溴酚蓝的这个移动过程大体上发生在极性小分子的聚焦之后，蛋白质大分子聚焦之前。

6.跑第一向时，为什么电压总达不到预定值？

当上样量比较大时或体系内盐分比较多时，聚焦的电压有可能达不到所设定的数值。

跑第一向时，在电压达到预定值后，电流为什么会降低？

当上样量比较少时，所有蛋白在较短的时间内就移动到所对应的 pH 值区域值，从而变成中性分子。这样，体系的电阻越来越大，在恒定的电压下，电流就会越来越小。

7.跑第一向时，为什么在两个电极丝附近有气泡产生？

等电聚焦完成后，所有的蛋白质都移动到了相应的 pI 值区域，而成为中性分子。这时加在体系上的电压就开始电解水分子，在阳极产生氧气，在阴极产生氢气。

8.重泡胀缓冲液（rehydration buffer）中的硫脲的作用是什么，双极性分子的作用是什么？

硫脲的作用是增加蛋白质的溶解性，特别是碱性蛋白的溶解性。双极性分子的作用也是增加蛋白质的溶解性。当蛋白移动到相应的 pH 值后，就变成了中性分子。而不带电荷的蛋白质分子容易聚集，从而降低其在随后的二向胶时的迁移效率，可能会造成竖的脱尾。而硫脲和双极性小分子则会鉴定中性蛋白质之间的相互作用，防止它们的聚集。

9.怎样估计 2D 胶上蛋白质点的分子量和 pI 值？

可以根据胶条的pH范围和长度估算蛋白质点的pI值，在第二向中加入分子量Marker估算蛋白质点分子量。也可以用体系内已知蛋白来做比对。

10.为什么 2D 胶上的蛋白点有横的和竖的脱尾？

横的脱尾可能是：1）一向等电聚焦不完全； 2）某些蛋白质本身的原因（糖蛋白）； 3）蛋白的丰度太高。竖的脱尾可能是1）平衡时碘乙酰胺量不足；2）跑二向时，蛋白的溶解度不好。

11.什么成分会影响 2D 胶的效果？

核酸，盐，去垢剂等等。

12.2D 胶的上样量应该在什么范围？

上样量和样品有关。样品内蛋白种类多的上样量要大些，这样每个点才有足够的量被检测到。一般的全细胞裂解体系，上样量大概在 100 微克（银染）到 500 微克（考染）之间。

13.我的蛋白质浓度很低，应该用什么方法来浓缩？

蛋白质的浓缩有很多方法。大致有超滤法，沉淀法和透析法。超滤比较温和，对蛋白质不会有修饰和改变，蛋白的种类一般不会有丢失。它的缺点是总样品的量可能会减少（被膜所吸附）。另外超滤对样品的要求比较高。甘油，去垢剂都会堵塞滤膜，影响超滤的效果。沉淀法比较快速，容易操作，对盐，甘油，去垢剂的耐受性好。缺点是可能会有部分种类的蛋白没有被沉淀下来（丢失）。沉淀法中，又以 TCA 法最为普遍使用。使用 TCA 法时，一定要用冷的纯丙酮清洗蛋白沉淀两次，去处残留的 TCA 和其他沉淀下来的杂质。透析法只使用于量比较大的样品，量小时，操作困难。透析法可以和超滤法联用。先把样品透析到一个比较干净的环境（不含盐，甘油，去垢剂或其它杂质，比如碳酸氢氨溶液），然后再进行超滤。