最近做了很多小鼠腹腔巨噬细胞， 有如下几个问题需要和大家讨论，望经验丰富的同志指点一二。 1. 关于是否注射淀粉肉汤或是别的刺激物， 是不是注射后有两大特点：第一，得到的细胞更多， 第二，得到的细胞都是炎性巨噬细胞， 而未注射则是非炎性细胞？ 我做了十来次， 有时注射有时不注射（淀粉肉汤）， 注射后细胞确实多一些。 至于炎性与非炎性，有待指教。 2. 关于分离的巨噬细胞的纯度问题。 我这里碰上一个严重的问题就是成纤维细胞的污染。 一开始纯化完铺板， 基本上看不到成纤维细胞。 可是大约12小时之后能够看到几个，24小时之后能够看到大约30%， 48小时成纤维细胞能够占据的大约70%的比例。 这已经让我完全无法做实验了。 另外，我发现注射肉汤后成纤维细胞要少一些。 我打算用抑制细胞增殖的5-BrdU来抑制成纤维细胞的增殖，但是不知道会不会对巨噬细胞有影响。有没有人碰上类似情况，请交流。 3. 关于小鼠周龄的问题。我基本上没有太在乎这个， 6-8周龄的做过，更长的也做过，似乎区别不大。

单层贴壁细胞四唑盐（MTT）比色法仅供参考 MTT常用浓度为5mg/ml;向大家推荐一本书《动物细胞培养--基本技术指南》注：此书中MTT浓度为50mg/ml1、药物的细胞毒性四唑盐（MTT）比色法操作步骤接种细胞（1）用胰蛋白酶消化汇合的单层细胞，将细胞收集到含血清的培养基中。（2）离心细胞悬液,使细胞沉积下来。用培养基重悬细胞，计数。（3）将细胞稀释至2.5×103-50×103 个/ml,每个微滴定板可容纳20ml细胞重悬液。（4）用加样器在平底96孔板中间十列的各孔中加入200μl细胞悬液，每孔加0.5×103-10×103 个细胞。（5）将200μl培养基加至第1列和第12列的8个孔中。第1列作读板议的空白对照。（6）将培养板放至塑料饭盒中，于37℃湿润环境中温育1-3天，等细胞进入指数生长期时可加入药物。添加药物（7）用培养基将细胞毒性药物5倍系列稀释，共制备8个浓度。（8）对于贴壁生长的细胞，去除第2-11列各孔的培养基。（9）在第2列和第11列的8个孔中加入200μl新鲜配制的培养基，这些细胞作为对照。（10）在第3-10列的细胞中加入细胞毒性药物。每个药物浓度仅需4个

骨髓间充质干细胞总结 2003年8月，为给大家提供一个网上交流干细胞研究经验的平台，我们干细胞版设立了骨髓间充质干细胞培养讨论区，经过近三个月的讨论学习，我们既学习丰富了自己的知识体系，也对间充质干细胞尤其是分离培养方面有了更为翔实的认识，为了大家阅读的方便，我们决定把本版中的相关内容，同时参考部分书目和文献，做一总结。 一、骨髓间充质干细胞的分离 目前常用的分离MSC的方法有全骨髓法和密度梯度离心法，全骨髓法即根据干细胞贴壁特性，定期换液除去不贴壁细胞，从而达到纯化MSC的目的。密度梯度离心法即根据骨髓中细胞成分比重的不同，提取单核细胞进行贴壁培养。随着对MSC表面抗原认识的深入，有人利用免疫方法如流式细胞仪法、免疫磁珠法等对其进行分离纯化，但经过流式或磁珠分选后的细胞出现了增殖缓慢等一些问题，加之耗费较大和技术的难度，在某种程度上限制了这些方法的广泛应用。 1． 直接培养法（全骨髓培养法） 1987年，Friedenstein等发现在塑料培养皿中培养的贴壁的骨髓单个核细胞在一定条件下可分化为成骨细胞、成软骨细胞、脂肪细胞和成肌细胞，而且这些细胞扩增20－30代后仍能

1.常用的体外诱导方法是在体外培养的成体干细胞中加人入诱导因子。诱导因子包括各种能影响细胞分化的物质，如血清、糖分、维生素、以及各种蛋白因子等。 2.日本学者Oh等首先报道，高浓度肝细胞生长因子(HGF)体外诱导大鼠骨髓细胞分化为肝细胞，并表达CK8, CK18, ALB等。 3.2002年，Schwartz等将大鼠、小鼠和人的多能成体前体细胞(MAPC)接种到铺有基质明胶或纤维连结素的培养瓶中，用60％DMEM(低糖型)+ 2% FCS培养体系培养，并加入HGF和/或成纤维细胞生长因子-4(FGF-4)，在培养的第7天，MAPC分化为表达肝细胞核因子-3BETA,GATA-4 ,CK-19和AFP的上皮样细胞，在第14-28天，这些上皮样细胞表达CK-18, HNF-4和HNF-1 alfa。大约在第21天，CK-18和ALB染色阳性。这些上皮样细胞也具有肝细胞功能特征:分泌尿素和白蛋白，能摄取低密度脂蛋白并贮存糖原。 4.结果表明，用HGF和FGF-4在体外能将MAPC诱导分化成具有形态、表型和功能特征的肝细胞。实验表明，FGF-4单用可诱导肝细胞分化，用HGF处理的细胞

什么是造血干细胞移植（Hematopoietic stem cell transplant）？ 造血干细胞移植（HSCT）泛指将各种来源的正常造血干细胞在患者接受超剂量化（放）疗后，通过静脉输注移植入受体内，以替代原有的病理性造血干细胞，从而使患者正常的造血及免疫功能得以重建。 移植过程中的危险因素 1、感染、发热、出血：患者在接受超剂量放、化疗后两周内，外周血白细胞下降至最低线，容易出现感染和发热，血小板低下时，容易出现出血。 2、移植相关合并症：间质性肺炎、出血性膀胱炎、肝静脉闭塞症等。 3、移植物抗宿主病（GVHD）：是异基因移植主要并发症和死亡原因，发生与配型不合密切相关。 4、对重要脏器：心、肺、肾等损伤。 5、移植物排斥：造血干细胞不能移植成功。 血液制品及抗生素支持治疗，造血生长因子应用、移植合并症的有效预防，使移植危险性降低，成功率增高。 干细胞相关仪器试剂耗材 细胞培养皿 细胞培养系统 细胞计数 干细胞/祖细胞 干细胞培养基 干细胞分化 干细胞扩

可溶性抗原与相应抗体在半固体琼脂凝胶内扩散，二者相遇，在比例合适处形成白色沉淀。 双向琼脂扩散试验（Double immunodiffusion test） 抗原和抗体加到琼脂板上相对应的孔中，两者各自向四周扩散，如两者相对应，浓度比例合适，则经一定时间后，在抗原、抗体孔之间出现清晰致密的白色沉淀线。每一抗原与其相对应抗体只能形成一条沉淀线，若同时含有若干对抗原抗体系统，因其扩散速度的不同，可在琼脂中出现多条沉淀线。且根据沉淀线融合情况，还可鉴定两种抗原是完全相同还是部分相同。所以，可用此法来分析和鉴定标本中多种抗原或抗体成份，并用以测定抗原或抗体的效价。 【材料】羊抗人全血清，小牛血清，正常人混合血清，精制琼脂粉，生理盐水、载玻片，打孔器（直径3mm）、湿盒、吸管等。 【方法】 1、用生理盐水配制1.0～1.5%琼脂，隔水煮沸使溶化，用吸管吸取3.5ml趁热浇于载玻片上，制成琼脂板。 2、待琼脂凝固后，按右图用打 孔器打孔，并用针头挑去孔中琼脂 （孔距为5mm）。 3、在①孔中加正常人混合血清，在②孔中加小牛血清，③孔中加羊抗人全血清，注意不要溢出。

可溶性抗原与相应抗体在半固体琼脂凝胶内扩散，二者相遇，在比例合适处形成白色沉淀。 单向琼脂扩散试验（Single immunodiffusion test）―人血清中IgG、IgA、IgM的测定。 单向琼脂扩散试验是一种定量试验，将抗体混合于琼脂内，倾注于玻片或平皿上，凝固后在琼脂上打孔，再将抗原标本加入孔内，经过一定的时间，在孔的周围出现抗原抗体复合物形成的沉淀环，环的大小与抗原含量和扩散时间相关。用不同浓度的抗原制成标准曲线，则未知标本中的抗原含量即可从准标曲线中求出。本试验主要用于检查血清中各种免疫球蛋白和补体成份的含量。 【材料】 IgG、IgA、IgM免疫板、参考血清、待检血清、微量加样器（10微升）、量尺、纱布、生理盐水、带盖方盘。 【方法】 1、免疫琼脂板制备：将1.5%琼脂（用PH8.2、0.05M的巴比妥缓冲液配成），加热溶化，待琼脂冷至56℃加入适量抗血清（抗血清最终稀释度取决于抗血清所标化的稀释度），混匀，制成厚1.5mm的琼脂板，待琼脂凝固后打孔，孔径为3mm，孔距1～1.2cm。 2、稀释参考血清及待检血清：参

细胞克隆 ，是将一个单细胞从细胞群中分离出来单独培养，使之重新繁衍成一个新的单一细胞群的培养技术。未经克隆 化的细胞具有异质性，经过克隆 得到的是均一细胞集团。这里仅介绍T细胞与NK 细胞的克隆 方法。 基本原理 用限度稀释克隆 形成法制备T 细胞克隆 时，并非依赖细胞 的特性，而是将T 细胞在细胞培养 板上稀释到统计学的浓度，即从理论值上达到每孔1 个细胞，其中加入IL－2 和PHA 可增强细胞的生长，而加入的同种异体PBMC 作为饲养细胞，在这种体系中，单个T 细胞可增殖生长成细胞集团，即T 细胞克隆 。 试剂和材料 ●提纯T 细胞 ● 饲养细胞（以50GYγ射线照射）：从两个不同供者获得的同种异体PBMC从理论上认为两者的每一演变均不同。 ● 培养基：RPMI1640 培养液（RPMI1640 液＋1mmol/L 丙酮酸钠＋2mmol/L 谷氨酰胺＋100u/ml青霉素和100μg/ml 链霉素）再加入热灭活的10％的AB 型血清。 ● 按说明书所述，将PHA－A 溶于双蒸水中。 ● 含有104u/ml hrIL－2 的PBS 液中加入1％牛

1） 瘤细胞培养（无特殊要求）骨髓瘤细胞呈悬浮或轻微附着形式生长，如附着性生长的细胞多时，用吸管轻轻吹打或轻轻叩击培养容器即可分离下来。通常要维持细胞于指数生长期（细胞培养时间为15~20小时），每3~5天取细胞0.2~1ml移入到10ml新培养液中，其最大细胞密度不能超过5×105~106/ml。一般使用含有高糖的DMEM培养液，并补加有pH的稳定剂HEPES。2）免疫小鼠和脾细胞的制备免疫：取6~8周龄Balb/C雌鼠，基础免疫2周，静脉再加强免疫一次，3~5天后用于融合。脾细胞制备：1．引颈处死小鼠，用酒精消毒表体。2．无菌条件下取出脾脏，剃除结缔组织和脂肪，用5ml无血清培养液冲洗一次。3．把脾脏置于已消毒的90~100目不锈钢网或尼龙纱网中。4．在脾中部切开一小口，用注射器芯从一端轻轻压挤，再用无血清培养液冲洗，令细胞通过纱网，收集入平皿中，或用注射器向脾脏内注入3 ml无血清培养液，反

问：在培养细胞取材做其他检测时，为了各个培养瓶中的细胞的齐同性，常须通过同步而实现。具体方法不明，好象是用维持培养液（含较低浓度培养血清），而不是用生长培养液。 答：1.细胞同步化是指为研究细胞周期的不同阶段的生化特征,必须获得细胞周期一致性的细胞.因此,你首先看看是否需要用同步化的细胞 2.细胞同步化分为自然同步化和人工同步化二种方法,前者由于细胞群体受多种条件限制,对结果有很大影响，所以一般都采取后者. 3.常用的人工同步化法分为诱导同步化,选择同步化或两者结合. 1):诱导同步化法: a.胸腺嘧啶阻断技术,先高浓度胸腺嘧啶培养细胞，使细胞不能通过S期,再改变其浓度，解除抑制,所有细胞都开始DNA合成，即获得同步化细胞. b.中期阻断法,常用秋水仙素来抑制微管聚合,将细胞阻断在有丝分裂中期.此法不常用. 2)选择同步化法: a有丝分裂选择法,这种方法主要是根据细胞周期的不同阶段的生理变化设计的方法.主要特点是可以获得一定数量的M期的同步化细胞，不受药物影响,同步化高，但获得细胞数量少，步骤多，且只能是在贴壁细胞中可以用. b 细胞沉降分离法,主

我养了快半年的大鼠气道平滑肌细胞，有一点体会，特发上来和各位战友交流一下，互相进步。 壹． 器械 显微器械：眼科剪一把，直弯眼科镊各一把，细结镊一把，手术刀一把，针头诺干 杀老鼠器械：手术剪一把，大镊子一把，弯眼科镊一把，组织钳一把，50ml烧杯一个（锡纸包好） 另外：10ml离心管两个，培养皿两个，10ml的瓶子三个，小滤器两个，硅胶板一块，培养瓶盖子诺干 贰。试剂 D-HANKS液250ml，双抗2ml（青霉素16万U/ml链霉素15万U/ml），一型胶原酶，木瓜酶，BSA。后三种加上D-HANKS配成1ml的消化液，终浓度皆为1mg/ml。无血清DMEM和含20％FBS的DMEM 叁。步骤 1． 取大鼠，称重，水合氯醛0。3ml/100g腹腔麻醉 2． 绑好大鼠，先剪开腹腔，剪断腹部大动脉放血，后剪开胸腔，取肺 3． 放入烧杯，后移入超净台，置于冰盒上。以后的操作皆在冰盒上操作 4． 倒入已加双抗的D-HANKS，清洗肺部，扯掉食管，剪掉心脏 5． 用针头将肺固定在硅胶板上，硅胶板置于培养皿里 6． 用镊子将肺的内外膜除去，只剩下平滑肌

牙髓细胞的培养 1、 培养用液： PBSA ； 胶原酶： I 型，用 D － Hank’s 液配制， 625U/ml ； 培养液： DMEM ＋ 10 ％ FBS ； 2、 Protocol ： u 取拔除的正畸牙或阻生牙（年龄小者较佳），尽量完整的取出牙髓，置于培养皿中，用 PBS 冲洗； u 将牙髓放入离心管，加入胶原酶 2 － 3ml/ 牙， 37 ℃ ， 2 － 3 小时（原则是将牙髓消化彻底 ）； u 加入等量培养液，吹打至单细胞，离心，重悬，接种，牙 /6well ； 牙周细胞的培养 1、 培养用液： PBSA ； 胶原酶： I 型，用 D － Hank’s 液配制， 625U/ml ； 培养液： DMEM ＋ 10 ％ FBS ； 2、

七、凋亡相关蛋白TFAR19蛋白的表达和细胞定位分析 　　TFAR19（PDCD5）是由本研究室在国际上首先报导的一个拥有自己知识产权的人类新基因，前期的功能研究表明，它是促进细胞凋亡的增强剂。利用荧光素（FITC）标记的TFAR19单克隆抗体为探针，对细胞凋亡过程中TFAR19蛋白的表达水平及定位研究发现，凋亡早期TFAR19表达水平增高并出现快速核转位现象，伴随着细胞核形态学的变化，持续较长时间，在凋亡小体中仍然可见。同时我们发现，凋亡早期TFAR19蛋白的核转位早于磷脂酰丝氨酸（PS）外翻和细胞核DNA的片段化，提示TFAR19蛋白的核转位是细胞凋亡更早期发生的事件之一。进一步的研究证明，凋亡早期TFAR19的核转位具有普遍意义，不同细胞凋亡早期均出现TFAR19高表达和核转位。这为研究细胞凋亡早期所发生的事件，提供了一种新的技术和指标。 　　（一）TFAR19蛋白的细胞定位分析 　　材料试剂： FITC标记的单克隆抗体，pH7.4 、0.15Mol/L PBS，3%的多聚甲醛，PBS-T（pH7.4 、0.15Mol/L PBS 含0.2% Tween 20），胎牛

细胞爬片是细胞培养中比较经常会用到的，现将自己操作的一些方法与技巧拿与大家分享，如有不当的地方还望大家给与指正： 【爬片的准备】 1、爬片可用一般的盖玻片，也可用专用爬片； 2、应用盖玻片，可根据自己的需要剪裁成合适的大小，以备置于6孔板、12孔板或24孔板； 3、将剪裁好的爬片，置于浓硫酸中浸泡并过夜，第二天先用自来水冲洗20遍，再用三蒸水冲洗3遍（个人认为主要目的是冲洗干净就可以了），放在饭盒或者培养皿（一定是玻璃的哦，要不然就……）中烘干后进行高压消毒。 【培养板的准备】 1、 泡酸过夜 2、 冲洗，烘干（1、2步骤与前大致相同） 3、 放入超净工作台用紫外线照1～2小时就可以用了（在照之前可以将爬片一并放入，若细胞贴壁能力不强，可经多聚赖氨酸浸片后放入。贴壁能力强的话，就可以省略了，进行紫外线消毒） 注： 此步自己的经验是爬片可以先浸入消毒后的PBS内，紧接着放入培养板内。目的：浸过PBS的爬片依靠表面的液体，可以用培养板孔底贴和紧密，以利于细胞长到爬片上。（自己刚开始做的时候，经常就是细胞全都长在了爬片与培养板之间，爬片上细胞罕见。） 【细胞爬片】

实验步骤： 1. EB病毒液的制备  复苏B95.8细胞株，使用培养基为10% FCS RPMI-1640  逐步添加培养基至细胞长至对数生长期  细胞计数，调节细胞数量为1×106个/ml  在CO2培养箱中继续续培养10天，中间不换液  至第10天收集培养上清，1800rpm，4℃离心15分钟  0.22μm滤器过滤，1ml/支分装，冻存于液氮备用 2. 病人外周血液的采集、分离  使用枸橼酸钠抗凝管采集恢复期病人外周血10ml，尽量在24h内进行分离  平衡盐(BSS, balanced salt solution)溶液配制(请具体参见淋巴细胞分离液使用说明)： Solution A Anhydrous D-glucose 0.1 percent 1.0 g/l CaCl2 × 2H2O 5.0 × 10-5 M 0.0074 g/l MgCl2 × 6H2O 9.8 × 10-4 M 0.1992 g/l KCl 5.4 × 10-3 M 0.4026 g/l TRIS 0.145 M

血清热灭活�您是否在浪费时间？ 血清的热灭活是很多培养者感兴趣的话题，价格不菲的血清中含有诸如生长因子，维生素，氨基酸等珍贵物质，而将它们置于50℃以上的温度长达30分钟是完全没有必要的。尽管如此，在大多数实验室之中血清的热灭活还是作为常规来执行，多数实验者并没有考虑热处理对血清中的生长因子，氨基酸等成分带来的负面影响，在我们的技术热线中最常被提到的就是否该对血清进行热灭活，下面我们就对胎牛血清的热灭活进行一些探讨和解释。 根据调查，至少70％的研究者对血清的灭活仅仅是因为遵照常规操作，或者说认为是理所当然的。常规灭活建议的温度在45℃到62℃之间,而时间则从15分钟到60分钟不等.其中最常用的手法是56℃热处理30分钟。随着血清采集、处理、加工工艺的提高，许多早先认为是热灭活的原因已经不再成立，只有少数对血清进行热灭活的研究者在实验中证实了这一步骤的有效性和必要性。 热灭活目的是为了去除血清中补体等对热敏感的物质，但是在胎牛血清中对补体的灭活则明显没有必要。Triglia和Linscott［1］曾对商业胎牛血清中的补体成分进行测定，他们发现胎牛血清中含有的C1，

Cell Counting Kit-8 简称 CCK-8 试剂盒，是一种基于 WST-8 的广泛应用于细胞增殖和细胞毒性的快速高灵敏度检测试剂盒。WST-8 是一种类似于 MTT 的化合物，在电子耦合试剂存在的情况下，可以被线粒体内的一些脱氢酶还原生成橙黄色的 formazan。细胞增殖越多越快，则颜色越深；细胞毒性越大，则颜色越浅。对于同样的细胞，颜色的深浅和细胞数目呈线性关系。WST-8 & MTTWST-8 是 MTT 的一种升级替代产品，和 MTT 或其它 MTT 类似产品如 XTT、MTS 等相比有明显的优点。首先，MTT 被线粒体内的一些脱氢酶还原生成的 formazan 不是水溶性的，需要有特定的溶解液来溶解；而 WST-8 和 XTT、MTS 产生的 formazan 都是水溶性的，可以省去后续的溶解步骤。其次，WST-8 产生的 formazan 比 XTT 和 MTS 产生的 formazan 更易溶解。再次，WST-8 比 XTT 和 MTS 更稳定， 使实验结果更加稳定。另外，WST-8 和 MTT、XTT 等相比，线性范围更宽，灵敏度更高。该方法已被广

本人总结了下大鼠内皮细胞的培养方案 一，消化法。优点：获得的细胞比其他方法纯。缺点：获得细胞比较少。 常见问题及解决方法：1.消化的时间不好控制时，建议大家分两段时间消化，消化30分钟时收取消化液放入一个离心管，30分到45分钟段收集的放入另一离心管，离心后看看第二管是否有杂细胞，若没有就把两管混合用，若有就只用第一管的。2.消化液，我的经验是5份0.2％胶原酶和1份0.125％胰酶。3.若很难消化时，可以磁力搅拌消化。注意消化法时结扎一定要紧！ 二，植快法。优点：获得细胞比较多。缺点：很多，动脉小不好操作，动脉快不好内面朝下，容易浮起来等等。而且成纤维细胞比较多也不好除去。 常见问题及解决方法：1.动脉太小不好移动时，把弯的吸管头在酒精灯上多烧一会，冷确后一块一块吸到培养瓶，30快就差不多了，1mm3大小。2.容易浮起来时，预先要铺明胶，把动脉快移进去后不要加培养液，直接放到培养箱，4到5小时后再加。因为吸动脉快时动脉块是湿润的。3.除成纤维细胞要用细胞刮刀慢慢刮了。 三，植环法。优点：获得细胞比较多，比植块法稍简单，除成纤维细胞也简单。缺点：有成纤维细胞。 常见问题

最近在培养细胞中使用胎牛血清,由于发现有沉淀,不知是否变质,在查阅相关文献也没有得到确切的答案.因此不敢再用原来的血清,导致浪费.在这提醒大家做细胞培养时,要注意血清的分装. 血清是细胞培养中最重要的元素之一。在实验室操作中要注意及处理方法： 1. 血清保存: 建议血清应保存在-5℃至-2O℃。然而，若存放于4℃时，请勿超过一个月。若您一次无法用完一瓶，建议您无菌分装血清至恰当的灭菌容器内，再放回冷冻。 2. 解冻血清的方法: 建议您将血清从冷冻箱取出后，先置于2～8℃冰箱使之融解，然后在室温下使之全融。但必须注意的是，融解过程中必须规则地摇晃均匀。 3. 血清解冻后发现有絮状沉淀物出现，该如何处理? 血清中沉淀物的出现有许多种原因，但最普遍的原因是由于血清中脂蛋白的变性所造成，而血纤维蛋白(形成凝血的蛋白之一)在血清解冻后，也会存在于血清中，亦是造成沉淀物的主要原因之一。但这些絮状沉淀物，并不影响血清本身的质量。 若您欲去除这些絮状沉淀物，可以将血清分装至无菌离心管内，以400g稍微离心,上清液即可接着加入培养基内一起过滤。我们不建议您以过滤的方法去除这些

一、酶消化法。 1、胰酶。这是用得最多的。一般浓度在0.25-0.5%。作用时间根据细胞种类、作用温度等因素而变化很大，从几分钟到几十分钟不等。0.25%的胰酶作用于单层贴壁的细胞，在37度条件下，一般消化1-5分钟就足够了。终止是用血清。主要作用于细胞间。配制时不能用含钙、镁的平衡液，否则影响活性。保存于-20度。 2、胶原酶。这种方法比较少，一般是用原代培养时，从组织消化下细胞。这种方法作用温和，对细胞损伤较小，但是，价格也较贵。中止同样是用血清。 二、离子螯合剂：不破坏细胞表面分子，仅与CAMs螯合，因此，如果检测细胞表面分子的话，尽量，甚至是一定不要用酶消化法。 1、EDTA。用得也是非常多。一般浓度在0.02%左右。作用于细胞与间质，对细胞间也有一定作用。注意，它能显著影响pH值，而且在弱碱性条件下才易溶。因此，配制时应调节好酸碱度。它不能被终和。因此，消化下来的细胞要洗一遍。 2、商品化的无酶消化液。个人的使用经常觉得对细胞的损伤比较大，但是分离成单细胞悬液的能力确实比较强。 三、物理法。直接吹打或用细胞刮子将细胞刮下来。 四、