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磷酸钙-DNA共沉淀法-基因转染介绍

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2067
<font><strong><span>二、脂质体介导DNA转染法</span></strong></font>
<font><span>脂质体(lipofectin re geant,LR)试剂是阳离子脂质体N-[1-2,3-Dioleyoxy, Propyl]-n, n,n-Trimethylammonium Chloride(DOTMA)和Dioleoyl photidye-thanolamine(DOPE)的混合物[1:1(w/w)]。它适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中,是目前条件下最方便的转染方法之一。转染率高,优于磷酸钙法,比它高5~100倍,能把DNA和RNA转染到各种细胞。</span></font>
<font><span>用LR进行转染时,首先需优化转染条件,应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量. 作用时间等,对每批LR都要做:第一,先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间,DNA可从1~5 μg和孵育时间6小时开始,按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线,再选用LR和DNA两者最佳的剂量,确定出转染时间(2~24小时)。因LR对细胞有一定的毒性,转染时间以不超过24小时为宜。</span></font>
<font><span>细胞种类:COS-7. BHK. NIH3T3. Hela和Jurkat等任何一种细胞均可作为受体细胞。</span></font>
<font><strong><span>1. 操作步骤[方法一]:</span></strong></font>
<font><span>(1):取6孔培养板(或用35 mm培养皿),向每孔中加入2 mL含1~2×10<sup>5</sup> 个液,37 ℃ CO<sub>2</sub> 培养至40%~60%汇合时(汇合过分,转染后不利筛选细胞)。</span></font>
<font><span>(2)转染液制备:在聚苯乙稀管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量)A液:用不含血清培养基稀释1-10 μg DNA,终量100 μL,B液:用不含血清培养基稀释2-50 μg LR,终量100 μL,轻轻混合A. B液,室温中置10-15分钟,稍后会出现微浊现象,但并不妨碍转染(如出现沉淀可能因LR或DNA浓度过高所致,应酌情减量)。</span></font>
<font><span>(3)转染准备:用2 mL不含血清培养液漂洗两次,再加入1 mL不含血清培养液。</span></font>
<font><span>(4)转染:把A/B复合物缓缓加入培养液中,摇匀,37 ℃温箱置6~24小时,吸除无血清转染液,换入正常培养液继续培养。</span></font>
<font><span>(5)其余处理如观察. 筛选. 检测等与其它转染法相同。</span></font>
<font><span>注意:转染时切勿加血清,血清对转染效率有很大影响。</span></font>
<font><strong><span>2. 快速脂质体转染法操作步骤如下[方法二]:</span></strong></font>
<font><span>(1)以5×10<sup>5</sup> 细胞/孔接种6孔板(或35 mm培养皿)培养24小时,使其达到50~60%板底面积。</span></font>
<font><span>(2)在试管中配制DNA/脂质体复合物方法如下:</span></font>
<font><span>①在1 mL无血清DMEM中稀释PSV2-neo质粒DNA或供体DNA。</span></font>
<font><span>②旋转1秒钟,再加入脂质体悬液,旋转。</span></font>
<font><span>③室温下放置5~10分钟,使DNA结合在脂质体上。</span></font>
<font><span>(3)弃去细胞中的旧液,用1 mL无血清DMEM洗细胞一次后弃去,向每孔中直接加入1 mL DNA/脂质体复合物,37 ℃培养3~5小时。</span></font>
<font><span>(4)再于每孔中加入20%FCS的DMEM,继续培养14~24小时,</span></font>
<font><span>(5)吸出DMEM/DNA/脂质体混合物加入新鲜10%FCS的DMEM,2 mL/孔,再培养24~48小时。</span></font>
<font><span>(6)用细胞刮或消化法收集细胞,以备分析鉴定。</span></font>
<font><strong><span>稳定的脂质体转染方法如下:</span></strong></font>
<font><span>(1)接种细胞同前,细胞长至50%板底面积可用于转染。</span></font>
<font><span>(2)DNA/脂质体复合物制备转染细胞同前(2). (3)步骤。</span></font>
<font><span>(3)在每孔中加入1 mL. 20%FCS的DMEM,37 ℃培养48小时。</span></font>
<font><span>(4)吸出DMEM,用 g418选择培养液稀释细胞,使细胞生长一定时间,筛选转染克隆,方法参照细胞筛选法进行。</span></font>
<font><strong><span>DEAE-葡聚糖转染法</span></strong></font>
<font><span>DEAE-葡聚糖介导的转染,其原理还不清楚,可能是通过内吞噬作用而使DNA转导进入细胞核,此法只适合暂时转染实验,转染效率与DEAE-葡聚糖浓度以及细胞与DNA/DEAE-葡聚糖混合液接触时间的长短很有关系,可采用较高浓度的DEAE-葡聚糖(1 g/L)作用较短时间(30分钟-1.5小时),又可用较低浓度(250 g/L)的DEAE-葡聚糖作用较长时间(8小时)。</span></font>
<font><strong><span>方法如下:</span></strong></font>
<font><span>(1)接种鼠L成纤维细胞浓度为5×10<sup>5</sup> CO<sub>2</sub> /孔/皿生长2~3天,当达50%板底面积可用。</span></font>
<font><span>(2)乙醇沉淀的4 μg的PSV2-neo质粒DNA,空气干燥后溶于40 μL的TE中,或取供体DNA。</span></font>
<font><span>(3)用10 mL 1×PBS. 4 mL. 10%富合生长因子血清的DMEM洗板(皿)。</span></font>
<font><span>(4)在80 μl热的10 g/L DEAE-葡聚糖中缓慢加入DNA,取120 μL DNA/DEAE-葡聚糖加到每孔(皿)细胞中,使其分布均匀轻轻转动直到显示均匀一致的红色,培养4小时。</span></font>
<font><span>(5)从孔(皿)中吸出DNA/DEAE-葡聚糖,加入5 mL 10%DMSD,室温放置1分钟,吸出DMSO,用5 mL 1×PBS洗一次吸出,加入10 mL培养液(10%血清的DMEM)。</span></font>
<font><span>(6)培养细胞,在适当时间分析细胞,若含有抗药基因,可用 g418选择培养液培养,方法同前。</span></font>
<font><span>众所周知,科研工作者在进行医药方面的科学研究之前,需要制定完善的统计研究设计方案,那么什么样的设计方案才称得上是完善的呢? 一般来说,完善的设计方案需具备以下几个条件:实验所需的人力. 物力和时间资源;实验设计的“三要素”和“六原则”均符合专业和统计学要求,对实验数据的收集. 整理. 分析等有一套规范的规定和正确的方法。而其中准确把握统计研究设计的“三要素和六原则”,是科学实验设计的核心。</span></font>
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