病毒包装与感染实验宝典

细胞房使用前 30min 开机净化，病毒操作需带双层手套及双层口罩，做好消毒后开始后续操作。

注：Polybrene 可提供病毒感染效率，但仅适用于对该试剂无明显毒性反应的细胞，如不加 Polybrene 可直接跳过该步骤。

提前一天接种细胞，一般保证第二天进行病毒感染时细胞汇合度介于 50% 至 70% 之间。

本视频示意利用 AAV 携带绿色荧光蛋白 GFP 感染小鼠的眼睛。

腹腔注射时，待针头到达皮下后，继续向前进针 3mm-5mm，再以 45 度刺入腹肌。

相较于尾静脉注射，肝门静脉注射具有减少病毒注射体积（比如 30-50μL），增加肝脏特异性感染等优点。

由于血脑屏障（BBB）的存在，外周血内的很多物质无法有效进入到中枢神经系统（CNS），为了有效对 CNS 系统进行基因操作，可借助脑立体定位仪器直接对动物特定脑区进行直接的病毒操作。

注射完成后保持针在血管内多留 10-15 秒防止回流病毒，然后拔掉针头，用手轻轻用力按压片刻。

鞘内注射是一种简便快速、无创式向脊索导入 AAV 的一种方法。

通过手术手法将 AAV 病毒稀释液注射进入小鼠乳腺皮下组织。

肾盂是肾脏的一部分，是圆锥形的囊状物，上连肾实质，下端通输尿管。如果对肾盂局部「快速」注射病毒，可以造成肾盏内压力过高，病毒会逆流而上，从而流入并感染肾脏实质。

腿部肌肉注射通常不需要麻醉动物，但对拿取动物的姿势、手法等要求很高，务必留意小鼠或者大鼠会咬伤手指，我们以大鼠为例讲解腿部肌肉注射方法。

尾静脉注射，小鼠固定后可用 40-45℃ 热水孵育鼠尾 1 分钟左右，使血液流畅。

小鼠麻醉后，按照特定的角度和体位固定在支架上，然后用合适的导管缓缓插入小鼠的气管，然后进行后续操作。

灌胃需要将管道从小鼠的口腔插入到胃肠部位，具体的导管长度，需要通过小鼠的体型来选择。