细胞氧化应激造模后需要转染？这期前一直用无血清培养基，感觉会很伤细胞，能有什么更好的选择吗？

一般可以早起加血清后期把血清去掉

关于细胞培养基的选择，无血清培养基可以有效减少细胞因为外源性因素而引起的应激反应，但是在特定的实验条件下，可能需要使用含有血清的培养基进行细胞培养，以提供细胞所需的生长因子和营养物质。因此，是否使用含血清的培养基应该根据实验需要和细胞类型来确定。

在转染方面，目前常用的方法包括化学转染和质粒转染等。化学转染使用化学物质（例如聚乙烷醇）来促进转染，可以在短时间内实现高效转染，但是对细胞有一定的毒性。质粒转染则是将质粒DNA导入到细胞内，可以用于长期稳定表达目的基因。质粒转染可以通过病毒载体或者非病毒载体来实现，其中非病毒载体的安全性较高，且可以在细胞上进行直接操作，成本也相对较低。

综上所述，转染方法的选择应根据实验需要和细胞类型来确定，而对于细胞培养基的选择，也应该根据实验需要和细胞类型来确定，并结合实验前的实验条件优化和试验验证等步骤来选择最适合的培养基。

可以从以下几个造模方法进行选择：

1．辐照模型

方法：实验用射线多为60Co γ射线，也有用紫外线照射的，对预先铺板的大鼠隐窝细胞IEC-6进行6 Gy 60Co γ射线照射，或用320-400nm 紫外线处理Caco-2细胞，2h后，造成细胞DNA氧化损伤。

特点：物理损伤, 紫外线穿透能力差。

2．缺氧/复氧损伤模型

方法：模拟缺血/再灌注的过程，将培养的细胞置于厌氧环境下数小时，然后恢复到正常氧气供给的培养状态，培养一段时间，对细胞造成氧化损伤。如将Caco-2细胞吸去培养基，置于厌氧培养箱(1%O2，5%CO2，94%N2)孵育90min，取出加培养液至原量后，置于原培养箱(5%CO2，95%空气)孵育30min，造成氧化损伤。

特点：操作简便，特别适宜对肠道缺血再灌注的模拟。

3．过氧化氢模型

方法：过氧化氢H2O2在常规细胞培养条件下分解速度为每小时2.7%，与其他ROS比相对稳定，用过氧化氢0.1-2.0 mmol/L处理细胞，作用时间为0.5-24h。

特点：稳定性好，具有现实依据，应用广泛。

4．(次)黄嘌呤/黄嘌呤氧化酶(X/XO)模型

方法：黄嘌呤氧化酶(XO)是体内核酸代谢中的一种重要的酶，在嘌呤分解代谢过程中会产生超阴离子自由基(O2•-)、H2O2等自由基，造成氧化损伤。向体外培养的细胞培养基中加入黄嘌呤或次黄嘌呤，孵育一段时间后，造成氧化损伤。

特点：X/XO造模较过氧化氢繁琐，黄嘌呤溶解性差，用NaOH溶解黄嘌呤对细胞生长影响较大。

无血清培养肯定不能太长时间，可以改用低血清培养基培养