原代悬浮细胞吉姆萨染色法

涂片法：

1. 用含有5%—10%血清的等渗液将培养的细胞调制成密度为106 个/ml的细胞悬液；

2. 将1滴细胞悬液滴于一张载玻片的一端，用另一块干净的载玻片，按照血液涂片法将细胞铺展于载玻片上；

3. 载玻片在空气中干燥后，再用甲醇固定；

4. 对涂有细胞的载玻片进行染色；

5. 注意，为避免细胞皱缩应尽快使涂有细胞的载玻片干燥，可摇动载玻片或用吹风机的冷风迅速吹干；

6. 用甲醇固定，吉姆萨染色。

离心法：

1. 需使用离心涂片机将细胞悬液的细胞直接离心沉淀在载玻片上，使细胞的离心沉淀和涂片同时进行；

2. 制备细胞悬液，细胞悬液中用含有少量蛋白质，并将细胞浓度调至106 个/ml；

3. 将滤纸片孔对准出孔，然后插入机头凹槽内，用弹簧片顶紧，使滤纸片夹于标本室的出孔与载玻片之间；

4. 离心标本必须对称放置，保持平衡。然后吸取细胞悬液0.1—0.2ml迅速滴入标本室入口，以1000r/min离心5min；

5. 离心完毕后自动关机。取出载玻片在空气中干燥后；

6. 用甲醇固定，吉姆萨染色。

真空过滤法：

1. 用含有10%血清的培养液将培养物调制成浓度为106 个/ml的细胞悬液；

2. 取5—10ml细胞悬液，用直径为25mm、孔径为0.5μm的Nucleopore多孔；

3. 当过滤悬液还剩余2ml左右时，轻轻加入110ml平衡盐溶液继续过滤，到剩余2ml时，再加入10ml平衡盐溶液，继续过滤。如此再重复一次。此步骤中平衡盐溶液有漂洗细胞的作用，既能保证细胞充分、均匀地过滤，又为随后的甲醇固定作好准备；

4. 然后加10ml甲醇到平衡盐溶液中，一直重复到过滤出的液体是纯甲醇为止；

5. 空气中干燥，待甲醇完全挥发后，进行吉姆萨染色。

染液制备：

1. 称取0.5g吉姆萨粉和22ml甘油；

2. 取少量甘油与吉姆萨粉在研钵内充分混合，研磨至无颗粒；

3. 将剩余的甘油倒入研钵，于56℃保温2h；

4. 加入33ml纯甲醇混匀，即为吉姆萨母液，将其保存于棕色试剂瓶内；

5. 取9份pH6.80—7.38的Sorensen缓冲液和1份吉姆萨母液混合即得染色液；

6. 按2ml/cm2 的比例滴加吉姆萨染液，覆盖细胞层，染色2min；

7. 移除染液，用自来水冲洗掉粉红色背景后，再用去离子水冲洗细胞；

8. 用显微镜观察单层潮湿细胞。若细胞已干，可重新使细胞潮湿后再观察。

结果：

细胞核被染成紫红色或紫蓝色，而细胞质则被染成浅红色。

注意事项：

1. 染液宜现用现配，旧染液染色效果不佳。染液保存时间不宜超过48h；

2. 吉姆萨对pH极敏感，因此，缓冲液pH要准确，否则染色效果不佳。如用染色缸染色时，随染色时间的延长，在染液表面常形成一层氧化膜（发亮）易附着在玻片上形成污秽，且不易除掉。因此在用染色缸染色，尤其用的不是现配者时，染色前应先用小片滤纸刮除液面的氧化层再进行染色。染色完毕，应把标本浸入水中漂洗染液