吉姆萨染色如何做出可以进行核型分析的片子

实验当天保证细胞处于对数生长期，一般一个6cm的培养皿80%的密度能做一次实验。

b. 将待测细胞从37℃，5%CO2培养箱中拿出，添加秋水仙素（终浓度为0.2ug/ml），摇匀后37℃孵育1-2小时。

c. 等待的同时，配制低渗溶液0.075M KCL(配制:8ml无菌水+44.7mg KCL)，放入37℃水浴预热。

d. 孵育后的细胞用胰酶消化，1200转/分，离心5min，收集于离心管中，去除上清液，用8ml低渗液重悬，打匀后放37℃水浴箱40min。

e. 加入新鲜配制的固定液（甲醇/冰乙酸=2/1~3/1）2ml混匀，室温下放10min后，1000转/分离心10min，去上清液（留500ul, 先将底部细胞吹匀），新加入8ml固定液，1200转/分，离心10min，重复三次后，滴片，放入80℃烘箱老化3小时。

f. 再将烤干的玻片放入新鲜配制的胰酶（0.25%）中消化1min（严格控制时间）后，再放入吉姆萨染液中染色5-10分钟（先用1片染5min, 根据颜色调整后面的染色时间），取出用流水冲去染液后，在显微镜下观察结果。

1. 滴片的载玻片需预先泡酸处理，且-20℃预冷

2. 低渗溶液要用无菌水配制

3. 低渗溶液，胰酶需要提前预热

4. 固定液，胰酶，吉姆萨染色工作液需现配现用

首先将染色体样品在50℃的环境下放在一块热板上过夜，再用胰蛋白酶处理，以去除多余的蛋白质。之后用 Giemsa 染色，可以得到 G 显带条纹。

再用天青色素、伊红、次甲蓝混合而成的吉姆萨染料对血液涂抹标本、血球、疟原虫、立克次体以及骨髓细胞、脊髓细胞等标本进行染色。吉姆萨染液可将细胞核染成紫红色或蓝紫色，胞浆染成粉红色，在光镜下呈现出清晰的细胞及染色体图像。