组织标本的处理

取材是制作切片程序中的首要步骤，取材不当，将直接影响病理诊断和科研工作的效果。组织标本的选用非常重要，不能随意的切取组织来制作组织切片，否则病理检验的结果是不会令人满意的。

一、取材工具：取材刀具必须锋利。切取标本不应该挤压和揉擦，不应使用有钩镊子或血管钳等手术器械镊取标本，以免损害组织造成人为组织变化，给诊断带来困难或导致错诊，漏诊。

二、标本的选取：应选择病变或可疑病变的组织。必要时选取病变与正常组织交界处。切取标本的原则是求准而不是求量多，所以切取组织宜小不宜大，以不超过24x24mm2为佳，厚度以3—5mm为度，过大过厚会影响对标本的固定，另方面也影响切片的制作。特殊目的者应属例外。

1.了使组织切片的结构清楚，取材要及时，组织块必须争取时间及时固定。组织的固定以愈新鲜愈好。
2.取材时对大体标本（肉眼标本）绘制图象，进行仔细描述。包括形状、大小，硬度，颜色，病灶（或可疑病变）部位等。对所取的组织应定位编号。
3.切取各组织块时，切勿挤压损伤，对典型或具有教学和科研价值的肉眼标本，
不能因取材而对标本造成人为的“病变”。肠粘膜组织上沾有少量粪便，也不应以手拭去或以水洗去。
4.下的组织块应尽量防止其弯曲扭转，如胃肠等组织，应先平展于草纸上粘着以后，慢慢地放入固定液中（故应在动手剖验之前做好准备工作）。固定液的量要充足，应为固定组织的10倍。
5.组织采取应在正常与病灶交界之处。组织形状最好为方形或长方形状，这样有利于制片。切不可以形状定位，组织厚薄要均匀。因为组织块的厚度决定固定的速度，要充分满足它在一定时间内全部达到适宜的固定。如组织厚薄不均，在脱水时将会引起标本变形或 曲，而影响制片。在典型病变部位不妨多切数块，以备日后添制教学切片或研究的需要。
6.微量标本和易碎标本，为避免破损或丢失应以纱布包裹，但包裹前纱布必须浸湿，以免标本粘附纱布上。
7.各组织块应包括各脏器的重要结构，如肾脏组织包括皮质部分和髓质部分。在有浆膜的脏器（如胃等）组织块中，要至少有一块带有浆膜。
8.组织内的钙化病灶或骨质，应在充分固定之后进行脱钙，组织内的非病理性异物应予剔除。
9. 标本上（组织块）附着的软组织如脂肪等，如属非病变成分，则应在不影响病理诊断的原则下，尽量剥去或切除，以利制片。
10.组织块的固定时间不宜过长或过短，不同的固定液，固定时间有所不同，固定后的组织需要用流水冲洗，再进行脱水制片。
11.切取镜检组织块后，可将剩余的组织放入70%洒精中保存，这样有利于日后再取材切片时的细胞染色。

组织的固定

一、固定的意义

固定是指将各种组织浸入防腐剂内，使细胞内的物质为不溶性。固定的作用即是用一种方法将组织尽可能保持在它原来的形态，且能适于某些研究程序。
凡是需要制作作病理检验标本的各种组织，无论是制作切片标本，还是制作巨体标本，首先必须固定。在制作切片过程中，固定最为重要的步骤，一张优秀的组织学切片是建立在适当而完全的固定基础之上的。固定不良在以后制片的任何阶段皆不能补救。因此制片的优劣首先取决于最初固定适当与否。
重要的是，被固定组织在动物死后或从活体切取后要尽可能立即固定。及时的取材给迅速固定提供了先决条件。如果不迅速固定，造成固定不良，将导致染色不良后果。组织的良好固定，应该是一次性的；某些固定剂还具有助染的作用，可使细胞各部易于着色。固定不良的组织，即使进行补充固定也起不到改善染色的效果。

二、固定的目的和效果

固定组织的目的是设法得到接近正常生命状态的细胞结构，有人说“形态学的美是良好固定产物”，这说明固定的特殊重要作用。
1、抑制自溶和腐败：
组织的固定能保持细胞与生活时的形态相似。因为当机体生命活动停止、或局部器官、组织割离机体之后，组织细胞的代谢功能即行丧失，新鲜组织如果不经固定，任意放置，由于细胞内酶对蛋白质的分解，以及细胞的孳生等各种因素的作用，则易因细胞繁殖而致组织腐烂。细胞内的蛋白质分解酶将蛋白质分解为氨基酸后脱离细胞而引起组织的自溶。
2、保存：
细胞经过固定，不但可以防止自溶和细菌性腐败，而且能沉淀或凝固组织内的各种成份和病理代谢产物，如蛋白质，脂及脂蛋白、脂肪、糖类、色素，其它碳水化合物，无机成份，微生物等都可以经过固定而保存下来，并在制片过程中不为其他 试剂 溶解破坏。
3、硬化：
固定剂的硬化作用能使柔软组织（如脑）的质地变硬而易于操作。
4、胶质物体的固化：
固定能使细胞正常的半液体状（溶胶）变为不能逆转的固体状（凝胶）粘度。
5、肉眼鉴别：
固定可将各种细胞和组织成分的析光率作不同程度的改变，增强组织的析光指数，这样能使各种染色成份较之未固定时更容易辨认。
6、对染色的影响：
某些固定剂尚具有一定的媒染作用而增进染色（如苦味酸对于染色的媒染作用）可使细胞各种部位易于着色，所以组织固定后有利于制片染色和在显微镜下的观察。此外，固定剂有时也会影响染色效果，导致着色效果不理想（如福尔马林对水溶猩红S染色的影响）。
7、渗透和固定：
固定还可以使组织和细胞的各种渗透压不再发生改变，在制片时就能在最大范围内保持组织和细胞的原来形态。

三、固定的方法及注意事项

为使组织固定充分，应做到固定容器要合适、固定时间要充足，固定液量要足够。

固定组织时，应选择合适的容器、一般容器的容积是组织的10~15倍以上。标本瓶应选择瓶口较大的为宜，这样便于固定后的标本经小口瓶硬塞进去，这样不仅不利于标本易于取出，还可能造成人为挤压组织而致形态变化，对大件的标本应按巨检常规切片后放于容器固定。

组织固定的时间要足够，根据标本体积大小不同，固定时间应有所不同，组织越大越厚，固定时间应越长，反之。一般4—12小时或更长。在温箱内将固定液稍加温，可使固定作用加快而缩短固定时间。

固定组织时，应该使用足量的固定液，多比少好，一般应为组织体积的5—10倍，最少也不应于五倍。标本最好悬浮于固定液之中，漂浮于固定液之上或沉于固定用器之底部，都不利于固定液对标本的渗入。如标本块多时，固定时不应重叠。不要先将标本块放入容器后再注入固定液，以免标本贴付于器皿，形成固定不均匀之弊。新鲜标本应及时固定，否则或因组织陈旧，或因固定不当，而使组织原有结构消失而影响观察。

标本经固定后，应及时制作切片，如不能及时制片，而该固定液又不能作为保存液时，应改换适当的保存液。

在配制混合液时，应了解每种固定剂的理化性质，氧化剂不能与还原剂混合，以免引起化学反应，失去固定作用。

对于某些需要制作神经染色和酶反应等组织的固定，要求较一般严格，组织的大小，固定的时间，温度的适当都应慎重考虑，尤其是对于酶反应的固定液，一般都要置于冰箱，在低温的条件下进行固定。固定不好，是得不到满意的切片和合乎标准的反应效果的。

任何固定液对人体都有损害作用，因此固定液的容器必须密闭，以防挥发损伤器官和眼睛，忌用手与固定剂直接接触，以免损伤皮肤。

四、固定剂的选择

理想的固定剂应该具备下列几种性能：

1、渗透性强：固定剂必须能迅速渗入组织，这样组织内各种成分才能尽快地被固定在原位置，而不致弥散。
2、组织在固定液的作用下，不应发生显著的收缩和膨胀现象。实际上经过固定后的组织，由于蛋白质发生凝固或沉淀，必然导致组织出现不同程度的收缩或膨胀。因此，良好的固定剂应尽量减少组织发生这类变化。

3、固定剂应该有利组织切片和染色，这其中含有两种意义；

（1）固定剂对固定后的组织应有利于染色剂的染色。例如：重铬酸钾对于类脂质具有一定媒染作用；中性福尔马林比一般福尔马林所固定组织更优于核的染色。

(2)固定剂能将组织或细胞中某些必须观察的成分予充分固定而保存下来，以便染色。例如：酸可以渗入脂类物质使其固定下来而不至在制片过程中为酒精和二甲苯溶解或较少地溶解，并可用石蜡包埋进行切片。糖原的证明，则宜使用非水溶性固定剂如无水酒精、Camoy氏固定液等。

实际上，没有哪一种固定液，无任是单一固定液或混合固定液都能够完全达到上述要求。各种固定剂性能和作用都不尽相同，因此，对标本的固定应根据组织的制片目的和要求去选择适当的固定剂。

五、固定剂的种类

六、用做固定剂的 试剂

仅由一种化学物质加水溶解后用以固定标本的固定液叫单一固定液。常用单一固定试剂有甲醛，洒精，冰醋酸，苦味酸，重铬酸钾，饿酸，氧化汞 ，丙酮等。除福尔马林，酒精和丙酮常用作单一固定剂外，其它多作混合液中的一种成分。

甲醛formaldeloyde (H·CHO)
甲醛是一种气体，约有40%重量溶于水。这是一种还原剂，颇易挥发，这种饱和溶液称为甲醛溶液；其商品名叫福尔马林。
10%福尔马林的组成系；
甲醛溶液（福尔马林） 10ml
水 90 ml

甲醛是一种使用广泛、简便的固定剂，同时又是一种良好别的标本保存液。经它固定的标本，可适应一些特殊染色。它的渗透性较强，固定均匀，能增加组织的韧性，组织 缩轻微，硬性大于酒精。

福尔马林主要是由甲醛的聚合形式构成，然而聚合形式的固定效果低于单体形式构成的10%福尔马林，为阻止在放置一定时间的重聚作用，一般将溶液的PH值调节至中性或偏碱性。

甲醛与蛋白质是在分子间的交联上起反应，最终产生一种不溶性产物。它经过络合交联，使蛋白质固定，能较好地保存脂类；对肝糖也有固定作用，但必须及时固定及时处理，以免产生水解。

甲醛当长期贮存，特别于寒冷气候下，自行分解，可变混浊，有白色沉淀物，这种沉淀即三聚甲醛，是甲醛的一种聚合形式（加热可重新分解成甲醛）。商品福尔马林用甲醇阻止聚合作用。有时由于溶液不纯或甲醛氧化产生的甲酸成分使溶液呈酸性，酸性的甲醛溶液使标本嗜染酸性、严重时可导致细胞核的嗜酸性染色。因此，在备用的甲醛中宜放入小量的碳酸镁或碳酸钠作为中和剂。如果每100毫升的福尔马林固定液中加入5ml的吡啶，则可调整PH为7。不过，这些方法不能永久保持其PH值；欲望使其长期保持中性，则需以磷酸缓冲液作溶剂进行配制。其配制方法如下：

10%福尔马林 1000ml
磷酸二氢钠（NaH 2 PO 4 ） 4g
磷酸氢二钠（Na 2 HPO 4 ） 6.5g
固定小的组织块数小时即可达到固定要求。如需要快速固定时，可加温到70～80℃，经过10分钟即可达到固定要求。在甲醛溶液中短时固定的标本，冲洗时间在10分钟至2小时即可，但固定时间较长的标本需要较长时间的流水冲洗。一般要冲洗24小时，甚至延长48小时，否则，由于甲酸的沉淀将会影响染色的结果。

甲醛能保存脂肪和类脂体，对染色体，线粒体，高尔基体，具有良好的固定作用。

经甲醛固定的陈旧组织，尤以多血的肝脾组织内常可出现棕黑色的福尔马林色素颗粒，这种色素不溶于水，酒精及丙酮等，如欲与含铁血黄素加以区别，可用普鲁士兰反应进行鉴别。福尔马林色素不含有铁，因此，福尔马林色素呈阴性反应，用中性或微碱性福尔马林固定的效果能显著增加对铁离子的检出速度且可完全避免福尔马林色素的形成。此外也可以使用其他试剂以浸洗方法除去福尔马林色素的沉淀，如：

（1）苦味酸饱和酒精（90%）溶液浸洗30分钟后经70%酒精再水洗后进行染色。
（2）什端氏（Schriade）法：
70%酒精 200ml
28%氨水 1ml

将石蜡切片在脱蜡以后放于上述液体中30分钟，再用流水冲洗，而后染色。若甲醛产生的色素沉淀仍未被其洗去，则可在Schriade氏液中延长时间。此法并不损害组织。

80%酒精 100ml
1%KOH 1ml
将切片在脱蜡至80%酒精后，浸入上液10分钟，再流水冲洗5分钟，入80%酒精之后水洗染色。
福尔马林固定的标本，经酒精脱水收缩较大，是其缺点。

酒精（C 2 H 5 OH）

可单独用作固定液；亦可作混合固定液，因为酒精（乙醇）是一种还原剂，所以不可与铬酸，重铬酸钾或锇酸等氧化剂相混合使用。在氧量不足时酒精易氧化成乙醛；氧量充足则能生成酯酸，所以在正常情况下，酒精是偏酸性试剂。

酒精为常用的有机溶剂，能溶解多种有机物，高浓度酒精能凝固白蛋白，球蛋白和核蛋白，对肝糖有固定作用，核蛋白和肝糖经酒精固定成水溶性状态，因此，经酒精固定的标本如果固定后用水洗涤，则核着色欠佳，肝糖也将被水解。作为一种脂溶剂，浓度在50%以上的酒精可溶解脂肪和类酯体，因此，对脂类的证明，高尔基氏体，线粒体等染色不宜使用酒精作固定剂。

酒精还可溶解血红蛋白和损害多数其他色素，因此，如果证明组织蛋白的色素时也不宜以酒精作为固定剂。

酒精既有固定作用，又有脱水作用，经酒精固定的标本不需洗涤，可用较高浓度酒精直接进行脱水，也可暂存于70%酒精中。

醋酸（CH 3 COOH）

纯醋酸为无色，具有强烈刺激性的酸性液体，温度低于17℃时呈固体状，形成冰样结晶体。所以，一般称为冰醋酸。

醋酸因使胶原纤维肿胀，故不能单独使用；但在混合固定液中有抗其它试剂使细胞皱缩的作用。因此，醋酸常同酒精配制成为混合固定液来抵消经过固定所引起组织的高度收缩和硬化的作用。

醋酸可与水，酒精等溶剂相混合。一般使用浓度为0.3～5%，以5%为备用液。用醋酸固定后的组织不必水洗，即可直接投入50%或70%酒精之中。醋酸的渗透性很强，一般较小的组织块只须1小时即可。

苦味酸（C 6 H 2 (NO 2 ) 3 OH）

苦味酸是一种具毒性的黄色结晶体，味苦，在空气中干燥时有爆炸性，故需保湿保存，最好是储存在一层水下。一般情况下，制片室将苦味酸制成饱和溶液作为常备用液，通常固定的浓度是饱和液，其饱和度为0.9%~1.2%。苦味酸溶于酒精，二甲苯，固定后的组织经酒精脱水即可。苦味酸也是一种良好的组织染色剂，经苦味酸固定剂固定的组织作三色染色可使颜色对比鲜艳。

苦味酸能沉淀一切蛋白质，并与其结合形成苦味酸盐，遇水时，其中有的部分可溶与水，因此在一般情况下，组织经苦味酸或含有苦味酸的固定剂固定后，这种水溶性苦味酸盐在与水接触前需先经酒精处理使其呈不溶性，可以70%酒精浸洗，在酒精内加上少量碳酸锂或氨水即可被洗去。或者是不经水洗，直接投入70%酒精脱水。在脱水过程中，苦味酸可被各级酒精溶解洗去。即使不能全部洗去，亦不妨碍染色，脱水酒精虽被染黄，但亦不失其脱水效果。
通常苦味酸沉淀红细胞，可移走铁离子，特别是仅少量存在时可使RNA抵抗核糖核酸酶的消化。

重铬酸钾(K 2 Cr 2 O 7 )

重铬酸钾为一种橘红色有毒性的块状结晶体，溶于水，不溶于酒精，为一种强氧化剂。所以其水溶液不应与酒精，福尔马林等还原剂相混合使用。在某些情况下，同福尔马林混合固定标本时，只能在使用前相混合，过久即失去固定作用。经重铬酸钾固定后的组织应及时进行水洗脱水，否则标本变硬脆化，不易制成切片。如不能当即制作切片，可将标本保存于福尔马林液内。

重铬酸钾对蛋白质的结合作用像福尔马林一样，固定胞浆不易引起沉淀作用。但在溶液中加入醋酸，PH为3.75时，会使染色质和细胞浆硬化，使之产生铬酸，才能使蛋白质呈网状沉淀。重铬酸钾对细胞质，染色质固定良好，但染色质则被溶解。未酸化的重铬酸钾虽不能沉淀蛋白质，但可使蛋白质变为不溶性，还可以保护磷脂类，亦能固定类脂物，使其不溶解于脂溶剂。因此，可以固定高尔基氏体和线粒体。

重铬酸钾不是糖的固定液，用重铬酸钾（或铬酸）固定的组织几乎完全不会发生收缩，但经酒精脱水时，则收缩明显。所以在脱水之前，组织需用流水冲洗16－12小时。如把含铬组织直接转移到酒精内，会形成一种非溶性低氧化物而不易除去。

铬酸（CrO 3 ）

为暗红色或带暗紫色的块状结晶，具有强酸性及腐蚀性，剧毒，易潮解，为强氧化剂，应置于暗处。它是Orth氏液或ZenRer氏液等复合固定剂中的一种成分，不应同酒精、福尔马林等还原剂混合使用。铬酸与乙醇，乙醚少许接触即可引起爆炸。

铬酸可沉淀所有的蛋白质，使不溶于水，并可保存糖类。铬酸水解DNA系将其戊糖转变为一种醛；亦可将糖类转变为醛。因此DNA和糖类不需经过常规PAS或Feulgen反应的预先处理即与Schiff试剂呈阳性染色。

四氧化锇（OsO 4 ）

四氧化锇是脂肪和类脂质的固定液，用以显示脂类（例如髓脂类）。能使单个细胞或小组织的微细构造得以极好地保存，因此几乎是用于电子显微术最佳固定剂。组织经固定后，脂肪，类脂呈黑色，微溶于二甲苯及酒精，脱水后最好以苯作透明剂。

四氧化锇常与铬酸，醋酸，重铬酸钾等混合使用，固定后的组织需经流水冲洗，否则在脱水酒精中易被还原产生沉淀，不利于核着色，在每10毫升溶液中内加入1滴饱和氯化汞水溶液有助于制止还原作用。

氯化汞（又名升汞或二氯化汞HgCL 2 ）

氯化汞为白色粉末或针状结晶，后者为化学纯品，易升华，能溶于水和酒精。一般固定用其饱和溶液。

氯化汞是一种能迅速透入并使组织硬化的蛋白沉淀剂。通常像别的金属离子那样，它与蛋白质的酸基以及核蛋白的磷酸基相结合，亦特异地与氢硫基起反应。因而经Hg固定后的蛋白质不溶于水，大多数蛋白反应可被利用。可惜，它的透入速度于最初几毫米后就急骤降低，因此组织块厚度如超过5毫米常使外围过度固定致坚硬而中心固定不足仍柔软，只宜固定薄片组织。由于此缺点加之使组织收缩剧烈，很少单独使用；当与拮抗此缺点的试剂如醋酸，福尔马林，重铬酸钾等结合使用时，氯化汞仍是很多优良常规固定剂的一种成分。用氯化汞固定的组织使染色特别对胞浆着色比较鲜丽。

凡用含氯化汞的固定剂固定的组织如超过规定时间会使组织过度硬化，而难切薄片。组织内常存有汞盐，切片时能损伤切片刀，所以在脱水前应予以洗去。常用方法是用70%酒精加入少量碘（0.5%）浸洗，再进行充分的冲洗或以70%酒精洗后进行脱水。也可在切片染色前用含碘的70%酒精漂洗数分钟，再以5%硫代硫酸钠漂洗，水洗后进行染色。

氯化汞常备溶液为饱和（约7%）水溶液，固定用浓度常为5%水溶液。用升汞饱和液固定组织时，临时须加5%冰醋酸。固定2－3mm厚的组织块须经6－18小时，然后用水洗24小时，再保存于80%酒精中。

氯化汞腐蚀金属，混有此试剂的固定液不能使用金属容器盛装或用金属镊子夹持。氯化汞有剧毒，应妥善保管。

固定剂的选择取决于研究工作当时和下一步的需要，在选择混合固定剂时，应注意各种试剂的平衡，如使组织收缩的试剂可配以使组织膨胀的试剂，渗透力弱的可与渗透力强的混合使用。但是，氧化剂原则上不与还原剂混用，如需要时，只能在使用前临时混合。一种混合固定剂内不宜有两种以上的盐类，以免产生复盐影响对组织的固定，如氧化纳和氯化钠同时应用时，常将氯化钠改用硫酸钠。技术工作者和病理工作者都应了解各种固定剂的性能。固定液的选择恰当，才能获得满意的制片结果。

混合固定液的种类很多，本章内所述的固定剂皆是较常用的，特殊染色所需的固定剂皆列在相应的标题下。

配方：重铬酸钾 2.5g
硫酸钠 1.0g
蒸馏 水加至 100ml
此液固定作用缓慢，但颇均匀，收缩亦小。多用于媒染和硬化神经组织，在这种固定溶液中，重铬酸钾未经酸化，所以对染色质无固定作用。不适用于一般细胞学染色。除用于骨骼标本外，此液是一种不常用的固定剂。固定时间数天至数周，在固定过程中，需要每日更换新液并置暗处，固定后的组织用流水冲洗，再放入酒精中脱水。

Orth氏液（Mullr氏液＋福尔马林）
配方：重铬酸钾　　　 2.5g
硫酸钠 1.0g
福尔马林 10ml
蒸馏 水 加至 100ml

一般以Mullr氏液为备用液，用前以9份Mullr氏液加1份福尔马林混合而成，因为重铬酸钾是氧化剂，福尔马林为还原剂，混合后久放即失去固定作用。

固定0.5厘米的标本块约需3－4日，每日需更换新液，标本固定后要充分水洗，然后进行脱水包埋。如固定过久，标本变脆，颜色由棕黄转变为黑色，则不能制作切片，标本经固定后如不能及时制片时，应将标本保存于福尔马林内或70%酒精中。

Zenker氏液（以Muller液为基液加入氯化汞在临用前再加醋酸混合而成）
配方：重铬酸钾 2.5g
硫酸钠 1.0g
氯化汞 5.0g
蒸馏水 加至 100ml
冰醋酸（临用时加入） 5ml
Muller液加入醋酸后则不能贮存，未加醋酸的溶液（ZenRer氏原液）可保存较久。此液加入冰醋酸后，与重铬酸钾作用生成铬酸，是蛋白质的良好固定剂，其穿透力迅速而均匀硬化组织能力强，经它固定后的标本利于盐基性染色剂着色，胞核和胞浆染色颇为清晰，是一种优良的常规固定剂。
Zenker氏固定液中含有两种蛋白质和三种染色质的固定剂：

福尔马林（40%甲醛液） 25ml
冰醋酸 5ml

此固定液保存性良好，渗透速度快，穿透力迅速而均匀，且很少引起收缩，不使组织变硬和变脆，固定后的组织用三色染色法着色鲜艳绚丽，过量苦味酸使组织呈黄色，但并不妨碍染色，毋须洗净除去。

Carrnoy氏固定液
配方：无水酒精 60ml
氯仿 30ml
冰醋酸 10ml
此液穿透力非常块、固定力强，对核固定良好，并可保存糖原也用于糖类的固定。于脱氧核糖核酸（DNA）和核糖核酸（RNA）的固定。一般组织固定2－3小时后即可直接投入95%酒精和纯酒精中进行脱水，因此也可作快速固定的固定剂，厚度2－9毫米的小块组织仅需15分钟即可，外检胸腹水经过离心沉淀后，将沉淀物用Carrnoy氏液固定可制作石蜡切片。

醋酸－酒精－福尔马林混合固定液
配方：福尔马林 10ml
冰醋酸 5ml
70%酒精 85ml

这种混合固定液通常简称“AAF”固定液。使用较广泛，配制时一般可以酒精作为溶剂，然后加入福尔马林，醋酸。酒精可因组织种类不同而采用不同的浓度，在常规切片中，我们常采用浓度为95%酒精。

此液对糖原的固定佳良，就是说在蛋白质成分完全固定之前可以防止糖类溶解，加入醋酸以保证蛋白质的固定，由于酒精和福尔马林二者皆为迅速穿透的试剂，这是一种相当好的快速固定剂，对临床外检工作特别有利，福尔马林对 组织染色 效果较好，醋酸可以防止酒精而引起的收缩。常温下，5毫米厚的组织固定4小时即可，加温（60℃）条件下，一般组织半小时内可固定良好，固定后组织直接放入95%酒精中脱水。

AAF固定液的缺点是组织固定后对细胞膜上的蛋白质和细胞内的某些结构有一定破坏作用，而对免疫组织化学染色有一定影响（详见免疫组织化学技术一章）。

其它常用固定液配方
10%甲醛生理盐水液
配方：福尔马林 100ml
氯化钠 9.0g
蒸馏水 900ml

Gendre液
配方：苦味酸饱和于95%酒精溶液 80ml
福尔马林 15ml
冰醋酸 5ml
用此液在室温下3－4小时即可使糖原固定良好。

缓冲福尔马林液
配方：福尔马林 10ml
磷酸二氢钠（NaH 2 PO 4 ·2H 2 O） 0.4g
磷酸氢二钠（Na 2 HPO 4 ） 0.65g
蒸馏水 100ml
缓冲福尔马林固定剂具有能较好地保存细胞结构和某些细微结构，适于免疫组织化学染色和电镜观察，并且可较长时间保存组织（半年至一年）而又不影响制片和染色。是近年来越来越受到重视的固定剂。

大体标本的处理和固定

解剖所得的脏器标本，可提供临床病理讨论及教学和科研之用，除对有典型的病变脏器制成标本外，对有重要病变的脏器亦应固定保存，条件允许可将全部脏器切成需要的大小保留。

通常所用的固定液是10%甲醛（即福尔马林）水溶液（市售甲醛溶液用水稀释1：9）。这样既可使组织内的蛋白和脂类等成分凝固，又可使组织不致腐烂。为了保存组织内的各种水溶性成分、如粘液、肝淀粉和尿酸盐结晶等，应在剖验当时将部分脏器切成组织块放入纯酒精液固定，切不可着水。

只有细心且有计划地进行尸体剖检，并在切除器官后仔细处理才能获得良好地陈列标本。剖检过程中的粗心和草率，很容易破坏一个有价值的标本。因为今天的常见病明天会成为罕见病例，为此重要的是保持这些病理标本原有的形态和色泽。有时 外科手术 摘除的标本，如经适当处理也可以成为最好的陈列标本。
常规的福尔马林固定后，大体标本常呈灰褐色，用下述方法拟可保存大体标本的色泽，使之更接近自然色彩。
配方：甲醛 20ml
硝酸钾 3g
醋酸钾 3g
生理盐水 加至 100ml
固定时间视标本的大小而定，一般24－72小时。固定后经充分的流水冲洗后再放入下述保存液中长期保存。
甘油 20ml
醋酸钾 4g
麝香草酚 0.2g
蒸馏水 加至 100ml（PH＝8）

陈列标本的固定

一.为供日后临床病理讨论、教学和研究用的标本，必须将有关主要病变的脏器和其它继发变化的脏器一并保留，这样就保持了各脏器病变的联系性和整体性。

二.将每一尸体的内脏放入一个较大的玻璃缸内。这种园缸应有紧密的玻璃盖，使之不漏气。缸内先装半缸10%甲醛液，再将需要保留的各脏器放入，一定要浸在固定剂内，若听任露在液面外的组织变干，则会造成一块永久的暗色区。

三.各标本如肝、脾和肾等应具有一光滑平整地切面（须以锋利的长刃刀一次切出）。轻放在缸内，以免弯曲变形，缸内切不可多装标本，特别是新鲜的软标本和对有教学价值的标本要分别固定，以免挤压、防止固定不足和变形而失去原有的特征。缸内固定液的量是标本体积的4－5倍。一般实质性脏器制作标本时，其厚度宜在1.5厘米左右，过厚则固定液不易渗透入内，过薄则易变形翘起。

四.肺脏标本比重较轻，易漂浮在液面，可用薄层脱脂棉花覆盖其表面、借以棉花纤维的虹吸现象，可不断地浸湿标本。在有条件的情况下，为保证充分固定，应尽可能向标本内灌注固定剂。

五.标本放入固定液12小时后应加以翻转，以使标本与缸底或缸壁接触部分能很好浸透固定液。

六.具有空腔的脏器（如大、小肠）膜组织（如胸膜、腹膜等），皮肤等则应在剪开后用扣针将其边沿钉在硬纸板上，标本朝下浸到固定液内，以保持病变的形态，使用的扣针需防锈（也可用玻璃，竹签或不锈钢针）以免污染标本。

七.囊腔组织如果没有打开可用注射器注入固定液使之充盈；如已打开则需填入浸有固定剂的脱脂棉以保持其自然状态。

八.被胆汁污染或含胆汁的标本，必须分别固定贮存，否则会污染别的标本。

九.标本的外观、标签和目录也同样重要，大体标本的编号最好用布条，用碳素墨水书写解剖号码，然后将布条浸渍溶化的石蜡，冷却后将标签系于标本上或投入缸内，标本缸外面亦须贴上解剖号码，以便随时取验。

十.大体标本的保存和管理必须予以重视，应定期加入甲醛溶液以补充平时之挥发。液体内混和少量麝香草酚，作为防霉剂。平时也勤加管理，以防止发霉和标本腐烂。除有明确病变需要保留的标本外，对废旧标本亦须妥善处理。一般相隔3－6个月后，集中装于草包内焚化或深埋。

脱 钙

组织里存有钙盐可妨碍用常规方法制作良好切片。骨组织及钙化病灶，经过固定后，必先将钙盐除去使组织软化，才能进行常规切片。如脱钙不全则切片易撕开或碎裂并损伤切片刀刃。脱去钙盐的过程――称为脱钙。脱钙时应注意：
1.骨组织固定24小时后，锯下不超过0.5mm厚的薄骨片，再以10%福尔马林固定后进行脱钙。（未固定的组织在酸性脱钙液中受到的损伤比已固定的组织约大三倍）。骨组织过厚则需延长脱钙时间，长时间浸于强酸影响切片染色效果。
2.在不影响诊断的条件下，应将骨组织周围的软组织全部剥去。如果切片目的在于观察骨髓病变或骨组织肿瘤，最好除去一部分正常的致密的骨组织，以利于脱钙和制片。
3.脱钙前最好先将骨组织进行脱脂。
4.脱钙要彻底，脱水应充分，在脱水过程中，要注意不使其过度硬化。

脱钙剂

（a） 完全脱钙。
（b） 不损伤组织细胞或纤维。
（c） 不妨碍以后的染色技术。
（d） 适当的脱钙速度。

一、强酸脱钙剂
1.含甲酸脱钙液
Gooding和Stewart氏液（甲酸－福尔马林液）
配方：甲酸 5－25ml
福尔马林 5ml

蒸馏水 加至 100ml

5%的甲酸是一种良好的常规脱钙剂，速度适当，组织损害小。当甲酸成分增至25%则增快脱钙速度，加入甲醛可适当保护组织不受酸损害，但应切记，增加脱钙速度只能靠牺牲细胞微细构造来获得。

根据组织的厚度和钙化程度，在5％甲酸液内2－4天可完全脱钙，横切的肋骨需36－48小时。

2.含盐酸脱钙液
Von Ebner氏液
配方：浓盐酸 15ml
氯化钠 7.5ml
蒸馏水 加至 100ml

盐酸脱钙易使组织收缩，作用速度较快，用氯化钠作为溶剂则效果良好，牙齿脱钙时盐酸可增至10－20%。脱钙时，每日应加盐酸（0.5%）直至完成脱钙，横切的人肋骨（5毫米厚度）于36－72小时内脱钙。

是最常用的脱钙剂，用硝酸作脱钙液的缺点是形成亚硝酸而使溶液呈黄色，产生颜色即迅速影响脱钙速度，且组织的黄染会妨碍随后的染色反应。在硝酸内加入0.1％尿素可以防止变黄而使之无色，但尿素仅有暂时作用，一旦硝酸显淡黄时需要加入。
福尔马林－硝酸液（Clayden氏液）
配方：福尔马林 5ml
硝酸（比重1.41） 7.5－15ml
蒸馏水 加至 100ml

此处方中甲醛可部分地抑制硝酸的浸软作用，这即具有脱钙作用，又具有固定作用，硝酸脱钙迅速，组织不膨胀，掌握好脱钙时间可直接脱水，不影响染色效果。但最好先洗去硝酸。

横切人肋骨（5mm）用含7.5％硝酸液于1－2天内脱钙。
硝酸水溶液
配方：硝酸（用0.1尿素稳定） 5－10ml
蒸馏水 加至 100ml
此液用作常规脱钙剂，作用迅速，对组织不膨胀，对细胞的保存和染色比前者更好，能适用多种染色技术，但每日需要更换新鲜溶液，最好早晚各一次，一般1－3天完成。
横切人肋骨（5mm）在12－24小时内脱钙。

二、螯合剂脱钙

乙二胺四乙酸（ EDTA ）是用以脱钙地螯合剂。为有机化合物，有结合某些金属的能力，能结合钙盐，15%的溶液即起脱钙作用，组织用此方法脱钙，对组织破坏性小，即放置数月亦不致引起对组织的破坏，对以后大多数的染色技术皆可得到满意结果。

经10%中性福尔马林盐固定后，将组织移到50倍用磷酸盐缓冲剂缓冲至PH值等于7的5.5％ EDTA 内。

不超过5毫米厚度的小块组织在此液内每4－5天换液一次，更换三次后再每天换液一次以便较准确的确定脱钙终点。脱钙“终点”可用X射线方法或用草酸盐化学方法。

三、脱钙步骤
1．取材：骨组织固定于10%福尔马林24小时后再锯取厚度约0.5厘米骨片。
2．固定：再以10%福尔马林固定2天。
3．将组织置于脱钙剂中，每日更换新鲜液、直至组织软化为止。
4．流水冲洗24小时（除酸）。
5．进行常规脱水，透明，浸蜡，切片。

四、鉴定脱钙是否彻底
确定脱钙“终点”三种方法：

1. 最常用的是最简单的方法――针刺，如果很容易被刺透，而且不感到阻力时，说明组织基本上脱钙完全，否则应继续脱钙。靠组织的柔软性测验脱钙作用靠不住，而且这种插入一根针以察觉钙沉淀的方法会造成组织损伤。

2．用X射线检查：看组织内是否仍有钙质。

3．用化学实验检查：

组织中仍有钙质时，一定量的钙离子会溶于脱钙液中，游离的钙会干扰脱钙作用的完成。显然，应在每次试验时完全更换，再试验中必须经过2－3小时间隔让钙溶解。

五．酸的中和
脱钙后水洗24小时，目的是除去组织中经无机酸浸渍后过多的酸，以免影响染色。再冲洗前应将组织用一种碱处理以使之脱酸呈中性，可用5％硫酸钾或硫酸钠处理过夜。（否则会引起组织膨胀）但直接转移到稀酒精（70％）内过12－18小时换液2次，再继续脱水，经无水酒精，氯仿透明，石蜡包埋，切片，整个过程其酸已全部除去，在多数情况下不仅不膨胀且对染色反应能有所改善。因此不冲洗对染色也没大碍，只是脱水剂被酸化。

组织的冲洗

组织经过固定后，脱水之前应进行冲洗，将组织内的固定液洗干净，否则残留组织内的固定液有碍制片和染色，而有些固定液则可在组织中继续起到脆化组织的作用，以至于损坏组织，给制片工作带来不利。在冲洗时，冲洗剂的选择应依固定液的种类和性质而有所不同。

1.水溶性的固定剂：需用流水冲洗。
2.酒精溶剂的固定剂：应用同浓度的酒精浸洗。
3.含苦味酸的固定剂：（苦味酸与甲醛混合液除外），须用70％酒精浸洗，以免水洗后固定作用消失。
4.含有升汞固定剂：组织经固定后应在冲洗剂－水或酒精中加碘以洗去组织内汞的沉淀。
含有铬酸的固定剂：组织在冲洗时最好置于暗处，以免产生沉淀或使组织硬化而影响制片。