免疫组化实验染色效果差？原来你一直忽略的是它!

免疫组化技术是病理科主要的辅助诊断技术之一，质量控制要求严格，目前病理技术人员关注的焦点一般在操作流程及抗体质量上，而一直忽视实验用水的质量问题。

免疫组化实验流程较多，常涉及烤片，脱蜡，水化，抗原修复，抗体孵育，显色，复染，脱水及封片。实验用水常为蒸馏水或纯水，其中蒸馏水是将水蒸馏后去除电解质及与水沸点相差较大的非电解质，如屈臣氏饮用水; 而纯水则利用反渗透法去掉了水中的全部非水物质(全部电解质与非电解质) ，是一种偏酸(pH 6.0) 、硬度及矿物元素水平极低的软水。

水质对免疫组化染色结果的影响显著:
在免疫组化染色过程中，实验用水一般用来配制两种试剂:

01 抗原修复液

包括柠檬酸(pH6.0) 、EGTA(pH 9.0) 和EDTA(pH9.0) 等种类，主要用于抗原修复。在免疫组化染色前，必须进行抗原修复，使抗原决定簇充分暴露，以便完全彻底地与抗体结合。未进行抗原修复的抗体即使阳性，其阳性细胞数量及染色强度要明显比进行过抗原修复的少、弱。电导率高的水因杂质存在容易影响溶液pH值，pH值或高或低都会造成抗原修复不佳，抗原决定簇不能完全彻底暴露，对后续的抗原抗体结合造成不利因素。

02 PBS 缓冲液

主要用于每步免疫组化后的洗涤。其作用一方面是保证离子浓度和pH值，为抗原抗体反应创造良好的环境，另一方面是恰当充足的PBS洗涤能有效减少非特异性着色，使背景更干净清晰。用电导率高、离子浓度超标的水作为实验用水配制PBS，不仅无法达到上述要求，反而会因为太多游离态的离子覆盖在切片上，从而减少或屏蔽了抗原抗体的结合，造成阳性信号弱表达或不表达，这也是形成非特异性着色的主要原因。

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