请问各位大佬知道甲苯胺蓝组织染色的详细步骤？

详细步骤：

1. 取得组织标本：首先需要获取待染色的组织标本，可以是活体组织或固定的组织切片。

2. 固定组织标本：将组织标本进行固定，常用的固定剂包括10%缓冲福尔马林（Formalin）溶液或4%的缓冲乙醛（Paraformaldehyde）溶液。固定时间根据组织的大小和类型而定，一般为数小时至过夜。

3. 脱水：将固定后的组织标本进行脱水处理，常用的脱水剂包括乙醇和丙酮。脱水过程中，逐渐将组织标本从低浓度的乙醇或丙酮转移到高浓度的乙醇或丙酮中，直至完全脱水。

4. 渗透：将脱水后的组织标本进行渗透处理，常用的渗透剂包括甲苯或二甲苯。将组织标本逐渐转移到甲苯或二甲苯中，确保组织完全渗透。

5. 包埋：将渗透后的组织标本进行包埋处理，常用的包埋剂包括石蜡。将组织标本浸入熔化的石蜡中，使其完全包裹

6. 切片：将包埋后的组织标本进行切片，常用的切片工具为组织切片机。切片厚度一般为4-6微米。

7. 脱蜡：将切片的石蜡进行脱蜡处理，常用的脱蜡剂包括甲苯或二甲苯。将切片浸入甲苯或二甲苯中，使其完全脱蜡。

8. 染色：将脱蜡后的切片进行甲苯胺蓝染色。将切片浸入甲苯胺蓝溶液中，染色时间一般为数分钟至数十分钟。

9. 清洗：将染色后的切片进行清洗，以去除多余的染色剂。可以用蒸馏水或缓冲液轻轻冲洗切片。

10. 脱水：将清洗后的切片进行脱水处理，与步骤3相同。

11. 透明化：将脱水后的切片进行透明化处理，常用的透明剂包括二甲苯和覆盖玻片胶。将切片逐渐转移到二甲苯中，然后将其置于覆盖玻片胶中。

12. 封片：将透明化后的切片用玻片覆盖，并使用适当的封片剂将其固定。

13. 观察：使用显微镜观察染色后的组织切片，可以使用不同的放大倍数进行观察和拍照。

（一）

1.组织切片常规脱蜡至水。

2.入甲苯胺蓝液30min。

3.稍水洗。

4.入冰醋酸液分化，直到胞核和颗粒清晰。

5.稍水洗，用冷风吹干。

6.二甲苯透明，中性树胶封固。

(二)

①切片脱腊至水。

②蒸馏水浸洗3次。

③0.1%甲苯胺蓝液浸染10min。

④水洗，洗去多余染液。

⑤各级酒精脱水。

⑥二甲苯透明，中性树胶封固

1：样本烘干：将取材后贮备进行甲苯胺蓝染色的样本放入烤箱中65摄氏度烘片30分钟，将样本风干后方便后续的操作。

2：样本脱蜡：将风干的样本放在染色架上，依次放入二甲苯I、二甲苯II溶液浸泡脱蜡各五分钟。目的是将样本中的石蜡溶解掉，蜡不溶于水，如果脱蜡不干净就会引起甲苯胺蓝染色物不均匀、阳性物时隐时现、背景染色增加等问题。所以脱蜡的时间要根据季节、温度和试剂的新鲜程度调整，如果温度较高脱蜡剂新鲜则脱蜡时间不需要太多，3-5分钟就足够，如果温度较低脱蜡剂陈旧则适当延长浸泡的时间。

3：样本水化：将已经浸泡脱蜡的组织样本先放入无水乙醇I中浸泡两分钟，洗出脱蜡剂时样本中残留的二甲苯使水可以进入组织，然后再将样本置于95%、85%、75%、自来水各两分钟以达到充分水化的效果。

4：样本染色：将水化好的样本切片用移液枪吸取甲苯胺蓝染色液滴加或者浸染5-30分钟，染色过程可在镜下控制，具体时间根据染色液浓度和室温等因素进行调整；染色后用流水充分清洗两分钟，再滴加1%的盐酸酒精进行分化，使细胞核中结合过多的染色液和细胞浆中多余的染色液被除去，直至细胞呈紫蓝色清晰可见；分化完成后用流水冲洗5分钟，蒸馏水冲洗1-2秒，将冲洗好的切片放入烘箱中彻底干燥。

5：样本脱水：将染色干燥完毕后的样本进行脱水，分别将样本浸入无水乙醇I 30秒、无水乙醇II 1分钟。置换出染色过程中样本吸收的水分，浸泡时间因为组织大小、厚薄不同而适当调整，水脱不干净，透明剂就无法完全置换，影响切片质量。

6：样本透明：将脱完水的甲苯胺蓝染色切片浸入二甲苯2分钟。组织在无水乙醇内完全脱水后透明剂(二甲苯）能把脱水剂置换出来，组织全部为透明剂填充，在光线下呈半透明状，方便后续的镜下观察和封片保存。

7：样本封片: 在透明处理完毕后的组织上方滴加中性树胶，玻片稍倾斜，用手将盖片顺玻片斜面轻放，防止气泡产生。封片前需要烤干切片上的水分，否则镜下观察时有一层水雾，导致细胞轮廓不清楚。封片时只需用一次性滴管滴一两滴即可，过少导致封片不完全，过多则容易中性树胶外溢影响保存。

8：镜下检查:显微镜下观察拍照并记录。