明明有麻醉机，我的宝贝小鼠为何又双叒叕归西？

众所周知，小动物手术是许多同学心里的一块痛，除了要克服一开始对动物的恐惧和熟悉局部解剖结构之外，如何平稳的实施麻醉是首当其冲的一个大难题。

作为专业从事临床麻醉的医生，在进入实验室之前从来没有接触过小动物麻醉机，因为实验建模需要做起了小鼠（C57BL/6）麻醉，在失败和摸索中前进，从最初频频失败到现在能够稳定地实施麻醉，在这里想和大家分享一点小动物麻醉成功的经验。

下图就是我们实验室用的小动物麻醉机，其实就是一个靠氧气驱动的七氟醚挥发罐。也有的小动物麻醉机是靠压缩空气来驱动的。

吸入麻醉对于需要苏醒继续存活的动物手术非常重要，如果腹腔注射麻醉，术后恢复时间长，动物可能因为出血或低体温等原因就死亡了，吸入麻醉恢复迅速，术后再予以镇痛药物，是存活手术的首选。

在以前没有麻醉机的时候我会用滴壶做一个鼻罩，用 1 ml 注射器把醚慢慢打入滴壶维持麻醉。现在有了这个麻醉机，看起来很方便，其实不然，真正用起来里面有不少坑。且听我慢慢道来。

首先，把小鼠放进一个密闭盒子里诱导，注入 0.2 mL 醚即可，小鼠 30 s 左右即倒。通过小鼠的呼吸频率可以判断麻醉深度，这一步不难，非常顺利。

难的是如何从诱导状态过渡到维持状态。如果诱导过深，小鼠卒；如果诱导后加深麻醉太快，小鼠卒；如果诱导后维持麻醉太深，小鼠卒。为了解决这个难题，下图就是我最后改良的类似 Mapleson E 回路的 T 管结构。

在我开始学习麻醉的时候国内早已普及紧闭式麻醉系统了，对于半紧闭的 Mapleson 系统非常陌生，只有在小动物麻醉时使用半开放的麻醉回路才能体会到 Mapleson 系统的精妙之处，不得不佩服先辈们的聪明才智！（此处省略专业术语若干，感兴趣的同学可搜索 Mapleson 回路）

那么问题来了，为什么要做成这样呢？继续看图。

这是总流量控制器，可以看到最大是 2undefined100 cc/min，也就是 2.5 L/min，对于 200 g 的大鼠或 500 g 以上的兔子麻醉会容易一点，因为它们体重大，对麻醉耐受比 20 g 的小鼠强。这个气流所能挥发出的麻醉药浓度对于 20 g 的小鼠来说就相当大了。

所以，我遇到的第一个困难就是小鼠诱导完之后放在麻醉机鼻罩下小鼠呼吸就停止了，一旦发现小鼠呼吸停止，除非迅速气管插管，否者是很难复苏过来的。即使复苏过来了也不能再继续下面的实验了。

当然也可以气管插管（这样就不怕麻醉过深导致的呼吸抑制），在合适的体位下，在小鼠脖子处照个光源，从嘴里去寻找亮度最高的声门，用蓝色套管针的套管就能插进去，然后接呼吸机。

如果用呼吸机的话，按 8～10 ml/kg 计算的话 20 g 小鼠的潮气量大约为 160 ~ 200 ul，呼吸频率在 20 ~ 30 次/分钟，利用舌头或脚掌监测脉氧，但绝大多数实验室的动物手术室暂时是不具备这样的条件的。

下图 A 是七氟醚挥发罐，和临床使用的一样，刻度也一样。B 是氧气减压阀，麻醉机的工作压力设置在 0.4～0.45MPa。C 是四通道分流量控制器，最大流量是 0.5L/min。因此主要担心的问题就是，在如此小流量的气流下挥发罐很难输出浓度稳定的挥发性麻醉药。

那么问题来了，七氟醚挥发罐支持的最小氧流量是多少呢？也就是说最小氧流量是多少，七氟醚挥发的速率才可保持恒定？

在临床上这不是个问题，对于 20 g 的小鼠，这是事关生死的大问题。在不插管的条件下保留自主呼吸，七氟醚过大必然导致呼吸抑制和死亡。于是有了上面的类似 Mapleson 回路的 T 管结构。

我的经验是，在使用过程中，麻醉机氧流量不宜过大，总流量控制在 2 L/min，分流量控制在 0.5 L/min，流量太大七氟醚消耗极快，因为是半开放系统，4～6 小时就能消耗 1 瓶七氟醚（大约 120 mL），既浪费药物，对实验者健康也不利。

在固定氧流量之后，小鼠诱导之后就放入面罩里并固定四肢，这时吹纯氧，如果此时小鼠麻醉浅了或醒了，就从三通里通过注射器给 0.1～0.2 ml 的七氟醚，待小鼠呼吸稳定后打开七氟醚到 5%，10 分钟后减到 4%，之后随时间递减到 2%～3%，

手术过程中视情况间断从三通追加 0.1～0.2 ml 的七氟醚，如此能保证手术顺利完成，节约药物，动物术后在保温箱里 5 分钟左右能够苏醒。

经过这段时间的小动物麻醉经历，从不断失败到稳定的麻醉，我也有幸再次重温了一下麻醉机发展历史，上图是 80 年代国内广泛使用的 103 型麻醉机，这种麻醉机至少还是紧闭环路的，当时也算一个很大的进步，作为现代外科学的三个里程碑之一（其余两个是无菌术和输血），深感麻醉发展之不易，也瑾以此文向老一辈的麻醉医生致敬。