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活细胞实时动态成像仪 让科研更轻松

目前,大部分的细胞检测方法采用的仍然是传统的终点法——仅仅给出最终结果,而且往往需要标记细胞和破坏细胞。这种方法无法得到细胞在生长时的真正状态,也无法对细胞的生长过程做出动态的监测和分析。美国 Essen 公司开发了第二代长时间实时动态活细胞成像分析仪——IncuCyte ZOOM,用一种非侵入式的方法,记录活细胞的实时生长状态,并在成像的同时进行定量分析。这种成像方法,被称为“定量实时细胞成像”(Quantitative Live-cell Imaging),无需设置实验终点,细胞在培养的同时进行实时成像和定量分析,并提供多种应用模块,可远程控制,扩充了用户记录和理解细胞形态、细胞生长和细胞行为的途径。 美国 Essen 公司的 IncuCyte ZOOM 是长时间、实时动态、非伤害式的活细胞成像分析平台。仪器分为显微成像器和控制器两部分,显微成像器可放置于培养箱中,中间放置多种规格尺寸的标准耗材(板、皿、瓶及载玻片均可),在其下方有显微照相设备,通过自动对焦、自动拍摄,对培养细胞进行连续的监测,并通过联网的电脑进行远程控制、数据读取与分析。系统可自动收集每个时间点的相差图像和红/

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MTT 相关实验最全应用指南

一、MTT 是什么MTT 是一种粉末状化学试剂,全称为 3-(4,5)-dimethylthiahiazo (-z-y1)-3,5-di- phenytetrazoliumromide。汉语化学名为 3-(4,5-二甲基噻唑-2)-2,5-二苯基四氮唑溴盐,商品名:噻唑蓝 。是一种黄颜色的染料。 二、MTT法用来做什么简单地说:是一种检测细胞存活和生长的方法。MTT 主要有两个用途:1、药物 (也包括其他处理方式如放射线照射)对体外培养的细胞毒性的测定);2、细胞增殖及细胞活性测定。 三、为何MTT可以用来做上述工作检测原理为活细胞线粒体中的琥珀酸脱氢酶能使外源性MTT还原为水不溶性的蓝紫色结晶甲瓒(Formazan)并沉积在细胞中,而死细胞无此功能。二甲基亚砜(DMSO )能溶解细胞中的甲瓒,用酶标仪在 490nm 波长处测定其光吸收值,在一定细胞数范围内,MTT 结晶形成的量与细胞数成正比。根据测得的吸光度值(OD 值),来判断活细胞数量,OD 值越大,细胞活性越强(如果是测药物毒性,则表示药物毒性越小)。 四、实验所需材料1、MTT 溶液的配制通常 MTT 配成的终浓度为 5mg

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平板细胞克隆形成试验

概念:细胞克隆形成率即细胞接种存活率,表示接种细胞后贴壁的细胞成活并形成克隆的数量。贴壁后的细胞不一定每个都能增殖和形成克隆,而形成克隆的细胞必为贴壁和有增殖活力的细胞。克隆形成率反映细胞群体依赖性和增殖能力两个重要性状。基本步骤:1、取对数生长期的各组细胞,分别用0.25%胰蛋白酶消化并吹打成单个细胞,并把细胞悬浮在10%胎牛血清的DMEM培养液中备用。2、将细胞悬液作梯度倍数稀释,每组细胞分别以每皿50、100、200个细胞的梯度密度分别接种含10mL 37℃预温培养液的皿中,并轻轻转动,使细胞分散均匀。置37℃ 5% CO2及饱和湿度的细胞培养箱中培养2~3周。3、经常观察,当培养皿中出现肉眼可见的克隆时,终止培养。弃去上清液,用PBS小心浸洗2次。加4%多聚甲醛固定细胞5mL固定15分钟。然后去固定液,加适量GIMSA应用染色液染10~30分钟,然后用流水缓慢洗去染色液,空气干燥。4、将平皿倒置并叠加一张带网格的透明胶片,用肉眼直接计数克隆,或在显微镜(低倍镜)计数大于10个细胞的克隆数。最后计算克隆形成率。克隆形成率 =(克隆数/接种细胞数)×100%平板克隆形成试验方法简单

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Annexin V-FITC/PI双染细胞凋亡检测方法

一、概述 在正常细胞中,磷脂酰丝氨酸只分布在细胞膜脂质双层的内侧,细胞发生凋亡最早期,膜磷脂酰丝氨酸(PS)由脂膜内侧翻向外侧,这一变化早于细胞皱缩、染色质浓缩、DNA片断化和细胞膜的通透性增加等凋亡现象。 AnnexinV是一种磷脂结合蛋白,与磷脂酰丝氨酸有高度亲和力,故可通过细胞外侧暴露的磷脂酰丝氨酸与凋亡早期细胞的胞膜结合。因此AnnexinV被作为检测细胞早期凋亡的灵敏指标之一。 碘化丙啶(Propidium Iodide,PI)是一种核酸染料,它不能透过完整的细胞膜,但凋亡中晚期的细胞和死细胞由于细胞膜通透性的增加,PI能够透过细胞膜而使细胞核染红。因此将Annexin V与PI匹配使用,就可以将处于不同凋亡时期的细胞区分开来。 因此,将Annexin V与PI联合使用时,PI 则被排除在活细胞(Annexin V-/PI-)和早期凋亡细胞(Annexin V+/PI-)之外,而晚期凋亡细胞和坏死细胞同时被FITC 和PI 结合染色呈现双阳性(Annexin V+/PI+)。 图Annexin V 检测细胞凋亡原理二、试剂盒组份

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双荧光素酶报告基因测试

在用萤火虫荧光素酶定量基因表达时 ,通常采用第二个报告基因来减少实验的变化因素。但传统的共报告基因(比如CAT,β-Gal,GUS)不够便利。因为各自的测试化学,处理要求,检测特点存在差异。Promega提供一种先进的双报告基因技术,结合了萤火虫荧光素酶测试和海洋腔肠荧光素酶测试。双荧光素酶报告基因测试系统,结合pRL载体系统,表达第二个报告基因海洋腔肠荧光素酶,在单管中进行双荧光素酶报告基因测试,快速,灵敏,简便。系统还提供PLB裂解液,用来裂解在多孔板中培养的哺乳细胞,不需操作单个样品。对于正在使用萤火虫荧光素酶报告基因载体的研究人员。双荧光素酶报告基因测试系统将使他们立即体会到该系统的便利。介 绍双报告基因用于实验系统中作相关的或成比例的检测,通常一个报告基因作为内对照,使另一个报告基因的检测均一化。检测基因表达时双报告基因通常用来瞬时转染培养细胞,带有实验报告基因的载体共转染带有不同的报告基因作为对照的第二个载体。通常实验报告基因偶联到调控的启动子, 研究调控基因的结构和生理基础。报告基因表达活力的相对改变与偶联调控启动子转录活力的改变相关,偶联到组成型启动子的第二个报告基因,

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MAPK/ERK信号通路图及简介

MAPK信号通路专题 MAPK,丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinases,MAPKs)是细胞内的一类丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶。研究证实,MAPKs信号转导通路 存在于大多数细胞内,在将细胞外刺激信号转导至细胞及其核内,并引起细胞生物学反应(如细胞增殖、分化、转化及凋亡等)的过程中具有至关重要的作用。研究表明,MAPKs信号转导通路在细胞内具有生物进化的高度保守性,在低等原核细胞和高等哺乳类细胞内,目前均已发现存在着多条并行的MAPKs信号通路,不同的细胞外刺激可使用不同的MAPKs信号通路,通过其相互调控而介导不同的细胞生物学反应。 ERK(extracellular signal-regulated kinase)信号通路  1986年由Sturgill等人首先报告的MAPK。最初其名称十分混乱,曾根据底物蛋白称之为MAP2K、ERK、MBPK、RSKK、ERTK等。此后,由于发现其具有共同的结构和生化特征,而被命名为MAPK。近年来,随着不同MAPK家族成员的发现,又重新改称为ERK。 哺乳类动物细胞中,与E

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常用细胞凋亡检测方法(图)

一、细胞凋亡的形态学检测1、光学显微镜和倒置显微镜(1) 未染色细胞:凋亡细胞的体积变小、变形,细胞膜完整但出现发泡现象,细胞凋亡晚期可见凋亡小体。贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。(2) 染色细胞:常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化,核膜裂解、染色质分割成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。2、荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜一般以细胞核染色质的形态学改变为指标来评判细胞凋亡的进展情况。常用的DNA特异性染料有:HO 33342 (Hoechst 33342),HO 33258 (Hoechst 33258), DAPI。三种种染料与DNA的结合是非嵌入式的,主要结合在DNA的A-T碱基区。紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光。Hoechst是与DNA特异结合的活性染料,储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度,使用时用PBS稀释,终浓度为10 ug/ml。DAPI为半通透性,用于常规固定细胞的染色。储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度,使用终浓度一般为10 ug/ml。结果评判:细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期:Ⅰ期的细胞核呈波纹状(rippled)或呈折缝样(c

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【交流】PBS缓冲液配制

0.01M 磷酸盐缓冲液(PBS)配制方法PBS缓冲液是大家做ELISA实验室必须用到的,其配置各有自己的方法,希望下面的方法对大家有些帮助!称取8g NaCl、0.2g KCl、1.44g Na2HPO4和0.24g KH2PO4,溶于800ml蒸馏水中,用HCl调节溶液的pH值至7.4,最后加蒸馏水定容至1L即可。在15lbf/in2(1034×105Pa)高压下蒸气灭菌(至少20分钟),保存存于室温或4℃冰箱中。需要注意的是,通常所说的浓度0.01M 指的是缓冲溶液中所有的磷酸根浓度,而非Na 离子或K 离子的浓度,Na 离子和K 离子只是用来调节渗透压的。如果是用于免疫组化的话,则需要在配置的时候分别加入100 u/ml青霉素和链霉素之后再调PH、定容、灭菌消毒。NaCl 8.0g ; KCl 0.2g ; Na2HPO4 1.44g ; KH2PO4 0.24g ;加蒸馏水 至 1000ml,调节pH 到 7.4(用Na2HPO4或KH2PO4调节) 。用于免疫反应时可加入 0.1%叠氮钠(0.1g/100ml PBS);当试剂中含有辣根过氧化物酶时,严禁使用叠氮钠,可改用0

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质粒转化

[ 基本原理 ]将质粒 DNA 导入细菌的过程称为转化( Transformation )。此感受态细菌细胞在 CaCl 2 低渗溶液中膨胀为球状(感受态细菌的制备,见前)。质粒 DNA 与 CaCl 2 形成抗 DNase 羟基 - 磷酸钙复合物黏附于细菌表面,经 42℃ 短时间热冲击处理,促进细胞吸收 DNA 复合物。在丰富培养基上生长数小时后,球状细胞复原并分裂增殖。被转化的细菌中,外源基因得到表达。在选择性培养平板上,可选出所需的转化子(即含有质粒 DNA 的细菌)。钙处理的感受态细胞,一般每微克 DNA 能获得 10 5 ~ 10 6 个转化子。除化学方法转化细菌外,还有电穿孔法( Electroporation ),其转化率可高达 10 9 ~ 10 10 个转化子 /μg 质粒 DNA 。 [ 器材 ] 1 .培养皿 2 .恒温培养箱 [ 试剂 ] 1 . LB 培养基 2 .选择性 LB 琼脂培养平板(含氨苄青霉素,终浓度为 50μg/ml ) 3 .氨苄青霉素 100 mg/ml 4 .宿主细菌:经 100 mmol/L CaCl 2 处理的感受态细菌 DH5α [

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QPCR常见问题及其分析

一般来讲,进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液,只需要加入模板和引物就可以。由于real-time qPCR灵敏度高,所以每个样品至少要做3个平行孔,以防在后面的数据分析中,由于Ct相差较多或者SD太大,无法进行统计分析。通常来讲,反应体系的引物终浓度为100-400mM;模板如果是总RNA一般是10ng-500,如果cDNA,通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液,要根据目的基因的表达丰度进行调整。当然这些都是经验值,在操作过程中,还需要根据所用MasterMix,模板和引物的不同进行优化,达到一个最佳反应体系。在反应体系配置过程中,有下面几点需要注意:1. MasterMix不要反复冻融,如果经常使用,最好溶解后放在4度。2. 更多的配制Mix进行,减少加样误差。最好能在冰上操作。3. 每管或每孔都要换新枪头!不要连续用同一个枪头加样!4. 所有成分加完后,离心去除气泡。5. 每个样品至少3个平行孔。 参比或者校正染料(reference dye,passive dye)常用的是ROXTM(现在已经是ABI的注册商

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RIP技术(RNA结合蛋白免疫沉淀)

RIP技术(RNA Binding Protein Immunoprecipitation,RNA结合蛋白免疫沉淀),是研究细胞内RNA与蛋白结合情况的技术,是了解转录后调控网络动态过程的有力工具,能帮助我们发现miRNA的调节靶点。RIP这种新兴的技术运用针对目标蛋白的抗体把相应的RNA-蛋白复合物沉淀下来,然后经过分离纯化就可以对结合在复合物上的RNA进行分析。RIP可以看成是普遍使用的染色质免疫沉淀ChIP技术的类似应用,但由于研究对象是RNA-蛋白复合物而不是DNA-蛋白复合物,RIP实验的优化条件与ChIP实验不太相同(如复合物不需要固定,RIP反应体系中的试剂和抗体绝对不能含有RNA酶,抗体需经RIP实验验证等等)。RIP技术下游结合microarray技术被称为RIP-Chip,帮助我们更高通量地了解癌症以及其它疾病整体水平的RNA变化。RIP 实验基本原理:1. 用抗体或表位标记物捕获细胞核内或细胞质中内源性的RNA结合蛋白。2. 防止非特异性的RNA的结合。3. 免疫沉淀把RNA结合蛋白及其结合的RNA一起分离出来。4.结合的RNA序列通过microarray(RIP

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分享自己关于qPCR(RT-PCR)数据相对定量的分析方法与经验

qPCR的数据相对定量分析其实很简单。我做了很多的qPCR实验,也看了很多的资料,包括Nature protocol, AB官方的分析教程,MIQE,甚至包括一些商业化软件使用的教程及教程里面记述的原理。 我在这里跟大家分享一下自己的经验,最常用,最普遍的相对定量方法就是2^-△△Ct法,该法最最简单的说就是: 首先将一次实验的所有基因Ct值整理好,之后用每一组样本自身的目的基因Ct值减去自身内参基因Ct值,得到的数就是△Ct;换成公式就是:△Ct=Ct(目的基因)-Ct(内参基因); 然后,将每一组样本每一个目的基因的△Ct都算好,整理进Excel,用本次实验中待研究样本的△Ct减去对照组样本的△Ct,并同时对所有结果取相反数(就是加一个负运算,正数就变成负数,负数就变成正数),该步运算得到的结果就是-△△Ct。 最后,对-△△Ct进行2的幂运算,即2^-△△Ct就得出Fold Change。 但是,我想说的是2^-△△Ct得出的是Fold Change,不仅数据结果看上去不直观反应实验组与对照组目的基因mRNA的情况

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免疫沉淀(Immunoprecipitation, IP)实验方法

基本实验步骤(1)收获细胞,加入适量细胞IP裂解缓冲液(含蛋白酶抑制剂),冰上或者4℃裂解30min, 12,000g离心30 min后取上清;(2) 取少量裂解液以备Western blot分析,剩余裂解液将1μg相应的抗体和10-50 μl protein A/G-beads加入到细胞裂解液,4°C缓慢摇晃孵育过夜;(3)免疫沉淀反应后,在4°C 以3,000 g速度离心5 min,将protein A/G-beads离心至管底;将上清小心吸去,protein A/G-beads用1ml裂解缓冲液洗3-4次;最后加入15μl的2×SDS 加样缓冲液,沸水煮10分钟;(4)SDS-PAGE, Western blotting或进行质谱分析。一、 样品处理:免疫沉淀实验成功与否,第一步处理样品非常关键。免疫沉淀实验本质上是处于天然构象状态的抗原和抗体之间的反应,而样品处理的质量决定了抗原抗体反应中的抗原的质量,浓度以及抗原是否处于天然构象状态。所以制备高质量的样品以用于后续的抗体-agarose beads孵育对免疫沉淀实验是否成功非常关键。在这个环节中,除了要控制所有操作尽量在冰上或

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免疫组化技术的原理、分类和优点

一、免疫组化技术的基本原理应用免疫学及组织化学原理,对组织切片或细胞标本中的某些化学成分进行原位的定性、定位或定量研究,这种技术称为免疫组织化学技术或免疫细胞化学技术。众所周知,抗体与抗原之间的结合具有高度的特异性。免疫组化正是利用这一特性,即先将组织或细胞中的某些化学物质提取出来,以其作为抗原或半抗原去免疫小鼠等实验动物,制备特异性抗体,再用这种抗体(第一抗体)作为抗原去免疫动物制备第二抗体,并用某种酶(常用辣根过氧化物酶)或生物素等处理后再与前述抗原成分结合,将抗原放大,由于抗体与抗原结合后形成的免疫复合物是无色的,因此,还必须借助于组织化学方法将抗原抗体反应部位显示出来(常用显色剂DAB显示为棕黄色颗粒)。通过抗原抗体反应及呈色反应,显示细胞或组织中的化学成分,在显微镜下可清晰看见细胞内发生的抗原抗体反应产物,从而能够在细胞或组织原位确定某些化学成分的分布、含量。组织或细胞中凡是能作抗原或半抗原的物质,如蛋白质、多肽、氨基酸、多糖、磷脂、受体、酶、激素、核酸及病原体等都可用相应的特异性抗体进行检测。二、免疫组织化学染色方法1、按标记物质的种类,如荧光染料、放射性同位素、酶(主要有

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细胞培养资料

第一章 细胞培养的基本原理与技术现代生物技术一般认为包括基因工程技术、细胞工程技术、酶工程技术和发酵工程技术,而这些技术的发展几乎都与细胞培养有密切关系,特别是在医药领域的发展,细胞培养更具有特殊的作用和价值。比如基因工程药物或疫苗在研究生产过程中很多是通过细胞培养来实现的。基因工程乙肝疫苗很多是以CHO细胞作为载体;细胞工程中更是离不细胞培养,杂交瘤单克隆抗体,完全是通过细胞培养来实现的,既使是现在飞速发展的基因工程抗体也离不开细胞培养。正在倍受重视的基因治疗、体细胞治疗也要经过细胞培养过程才能实现,发酵工程和酶工程有的也与细胞培养密切相关。总之,细胞培养在整个生物技术产业的发展中起到了很关键的核心作用。第一节 体外培养的概念一、基本概念 体外培养(in vitro culture),就是将活体结构成分或活的个体从体内或其寄生体内取出,放在类似于体内生存环境的体外环境中,让其生长和发育的方法。组织培养:是指从生物体内取出活的组织(多指组织块)在体外进行培养的方法。细胞培养:是指将活细胞(尤其是分散的细胞)在体外进行培养的方法。器官培养:是指从生物体内取出的器官(一般是胚胎器官)、器官

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动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤

一、培养的贴壁动物细胞的蛋白质抽提步骤1、从贴壁细胞培养瓶中小心倾去培养液。2、预冷的PBS清洗贴壁的细胞2次,小心倾去PBS。3、配置含抑制剂的蛋白质抽提试剂(1ml抽提试剂中加入5 μl蛋白酶抑制剂混合液,5 μl PMSF和5 μl磷酸酶混合液)。4、细胞瓶中加入预冷的含抑制剂的蛋白质抽提试剂(107个细胞中加入1ml抽提试剂;5×106个细胞中加入0.5ml抽提试剂),轻轻摇动5分钟。5、用一预冷的橡胶和塑料细胞刮将培养瓶壁上贴壁细胞刮下来,转移细胞悬浮液到离心管中,冰浴下摇动15分钟进行裂解。6、裂解液于预冷的离心机中14,000xg离心15分钟。弃去沉淀,上清液立刻转移入新的离心管中保存待用。二、培养的悬浮动物细胞的蛋白质抽提步骤1、2500xg离心10分钟沉淀悬浮的细胞,弃去上清液2、预冷的PBS悬浮沉淀细胞,2500xg离心10分钟沉淀细胞,去上清。3、配置含抑制剂的蛋白质抽提试剂(1ml抽提试剂中加入5 μl蛋白酶抑制剂混合液,5 μl PMSF和5 μl磷酸酶混合液)。4、加入含抑制剂的预冷蛋白质抽提试剂(107个细胞中加入1ml抽提试剂;5×106个细胞中加入0.

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Real-time qPCR手册---手把手教你从菜鸟到高手

3.3 SYBR@Green 法 SYBR@Green I是一种结合于小沟中的双链DNA结合染料,与双链DNA结合后,其荧光大大增强。这一性质使其用于扩增产物的检测非常理想。SYBR@Green I 的最大吸收波长约为497nm,发射波长最大约为520nm。在PCR反应体系中,加入过量SYBR@Green 荧光染料,SYBR@Green 荧光染料特异性地掺入DNA双链后,发射荧光信号,而不掺入链中的SYBR@Green 染料分子不会发射任何荧光信号,从而保证荧光信号的增加与PCR产物的增加完全同步。3.4 LUX@Primers法 LUX@ (light upon extention) 引物是利用荧光标记的引物实现定量的一项新技术。目标特异的引物对中的一个引物3’端用荧光报告基团标记。在没有单链模板的情况下,该引物自身配对,形成发夹结构,使荧光淬灭。在有目标片断的时候,引物与模板配对,发夹结构打开,产生特异的荧光信号。4. Real-time qPCR和常规PCR的区别 实时检测(在对数扩增时期)而不是终点

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细胞培养入门级手册

一、 细胞培养基的概念和原理 细胞培养基是人工模拟细胞在体内生长的营养环境,是提供细胞营养和促进细胞生长增殖的物质基础。培养液或培养基的含义几乎相同,英文都是 medium。当它是粉剂时,倾向性地称为培养基,而将粉剂配成液体后,多称为培养液。培养液中常常补加血清、抗生素等成分。培养基主要包括天然细胞培养基、合成细胞培养基和无血清细胞培养基等。 天然细胞培养基是人们早期采用的细胞培养基,直接取自于动物组织提取液或体液,如血浆凝块、血清、淋巴液、胚胎浸出液等。营养价值高,但成分复杂,差异大、不稳定,来源也受到限制。水解乳蛋白和胶原是两种较好的天然培养基,富含氨基酸。 血清是天然培养基中最有效和最常用的培养基,但其组成成分复杂,其中一些成分与功能不明确。血清的来源有胎牛血清、小牛或成牛血清、马血清、鸡血清、羊血清及人血清,最广泛应用的为胎牛血清和小牛血清。 合成细胞培养基是用化学成分明确的试剂配制的培养基,组分稳定,主要包括糖类、必需氨基酸、维生素、无机盐类等。自 1950 年 199 细胞培养基问世以来,合成细胞培养基发展至今已有几十种,除了沿用半个世纪的基础合成细胞培养基之外,近年来还

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菌液PCR的经验

此方法可能很多师兄师姐们都在用,只是当时的确没有找到相关的详细说明,学弟再次把自己摸索出来的一点心得写出来,高手就多多指正,没做过的就相互学习下,见笑)由于课题组所需,我需要构建数量可观的真核表达载体和融合载体起初我也查到相关菌落PCR 的文献 ,和导师商量,导师一口回绝了他的理由和我所搜集到的理由一样:假阳性我们实验 室一博士师姐需要做一个真核表达载体挑选了60 个菌落,运用目的基因 的上下游引物 做PCR,出来条带的有有52个按照经验选取比较亮的14 个提取质粒,酶切和PCR双鉴定结果仅有一个为阳性克隆,其余均为假阳性(假阳性主要考虑来源于未与载体结合的插入片段 )也难怪老板一口回绝只是我需要做的基因太多,最凶猛的时候我一个星期要用两个200次的TianGen的质粒小提,累死人不偿命后来我自己对着图谱研究 了一下(我所使用的是pCDNA 3.0载体、pCDNA3.1 myc his C载体和pEGFP载体).0的MCS两端有T7和SP6如果我用T7和SP6作为引物,则1.P出大小约150bp的片段,则为MCS序列,无插入片段2,若有插入片段,则应该为目的大小+152bp如下图所示:

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流式细胞术数据处理与分析

数据的显示通常可分为一维单参数直方图(histogramplot)、二维点图(dotplot)、二维等高图(contour)和假三维图(pseudo3D)等。下面简述最常用的单参数直方图和二维点图。 1. 单参数直方图单参数直方图是一维数据用得最多的图形,可用来进行定性分析和定量分析。横坐标表示荧光信号或散射光信号强度的相对值,其单位用“道数”(channel)表示,横坐标可以是线性的,也可以是对数的。纵坐标通常代表细胞出现的频率或相对细胞数。下面以研究细胞周期为例说明如何分析单参数直方图所表达的信息。 单参数直方图 经DNA特异性染料(如P1)染色的细胞群体,通过流式细胞仪测量区受激光照射后发出特异性荧光,在一定条件下,荧光强度与细胞内的DNA含量成正比,DNA含量高的细胞发射的荧光强,反之则弱。 DNA含量与细胞数目的关系,即2N(2倍体)代表GO/G1期细胞,4N(4倍体)代表G2/M期细胞,两者中间代表S期细胞。这是典型的以2倍体和4倍体细胞为主的流式DNA图。通过上述信息可得到所测细胞群中增殖细胞的数量。 2. 二维点

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