实验动物的采血及处死方法

一、实验动物的采血实验动物的采血方法

实验研究中，经常要采集实验动物的血液进行常规质量检测、细胞学实验或进行生物化学分析，故必须掌握正确的采集血液的技术。采血方法的选择，主要决定于实验的目的和所需血量以及动物种类。
 

㈠大鼠、小鼠的采血方法

⒈剪尾采血

需血量很少时常用本法，如作红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可与此法。动物麻醉后，将尾尖剪去约5 mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。如不麻醉，采血量较小。采血结束后，消毒、止血。用此法每只鼠可采血10 余次。小鼠可每次采血约0.1 ml，大鼠约0.4 ml。
 

⒉眼眶后静脉丛采血

穿刺采用一根特制的长7～10 cm硬的玻璃取血管,其一端内径为1 ～1.5 mm，另一端逐渐扩大，细端长约1 cm即可，将取血管浸入1%肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛冲血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2～0.3 ml，大鼠一次可采血0.5～1.0 ml。
 

⒊颈(股)静脉或颈(股)动脉采血

将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术,用注射器即可抽出所需血量。大鼠多采用股静脉或股动脉,方法是：大鼠经麻醉后，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需剥离出，再采血。
 

⒋摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血。采血时,用左手固定动物,压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
 

⒌断头采血

用剪子迅速剪掉动物头部，立即将动物颈朝下，提起动物，血液可流入已准备好的容器中。

 

㈡豚鼠采血方法

⒈耳缘切口采血

先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5 cm，在切口边缘涂上20%的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。此法采血每次可采0.5 ml。
 

⒉背中足静脉采血

固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
 

⒊心脏采血

用手指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
 

㈢兔的采血方法

⒈耳缘静脉采血

将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
 

⒉耳中央动脉采血

在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
 

⒊颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
 

⒋心脏采血

使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处， 针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
 

㈣狗的采血方法

⒈后肢外侧小隐静脉采血

后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6 号或7 号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
 

⒉前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上。
 

⒊颈静脉采血

前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。
 

⒋股动脉采血

本法为采取动脉血最常用的方法。操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5 号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。有时可能刺入静脉，必须重抽。抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3 分钟。三)颈静脉采血：前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。
 

⒌股动脉采血

本法为采取动脉血最常用的方法。操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5 号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。有时可能刺入静脉，必须重抽。抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3分钟。
 

二、 实验动物的处死

当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。安乐死是指实验动物在没有痛苦感觉的情况下死去。实验动物安乐死方法的选择取决于动物的种类与研究的课题。
 

㈠蛙 类

常用金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓的方法处死。将蛙用湿布包住，露出头部,左手执蛙，并用食指按压其头部前端，拇指按压背部，使头前俯；右手持探针由凹陷处垂直刺入，刺破皮肤即入枕骨大孔。这时将探针尖端转向头方，向前深入颅腔，然后向各方搅动，以捣毁脑组织。再把探针由枕骨大孔刺入并转向尾方，刺入椎管，以破坏脊髓。脑和脊髓是否完全破坏，可检查动物四肢肌肉的紧张性是否完全消失。拔出探针后,用一小干棉球将针孔堵住,以防止出血。操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。如被射入时，则需立即用生理盐水冲洗眼睛。
 

㈡大鼠和小鼠

⒈ 颈椎脱臼法：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头。将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。

⒉ 断头法：用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，鼠立即死亡。

⒊ 击打法：右手抓住鼠尾,提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死去。或用木锤用力击打鼠头部也可致死。

⒋急性大出血法：可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。

⒌药物致死法：吸入一定量的一氧化碳、乙醚、氯仿等均可使动物致死。
 

㈢狗、兔、豚鼠

⒈ 空气栓塞法

向动物静脉内注入一定量的空气,使之发生栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进到肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔、猫等静脉内注入20～40 ml空气即可致死。每条狗由前肢或后肢皮下静脉注入80～150 ml空气，可很快致死。
 

⒉ 急性失血法

先使动物轻度麻醉，如狗可按每公斤体重静脉注射硫喷妥钠20～30 mg，动物即很快入睡。暴露股三角区，用锋利的杀狗刀在股三角区作一个约10 厘米的横切口，把股动、静脉全切断，立即喷出血液。用一块湿纱布不断擦去股动脉切口周围处的血液和血凝块,同时不断的用自来水冲洗流血,使股动脉切口保持畅通，动物在3～5 分钟内即可致死。采用此种方法，动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种较好的方法。如果处死狗的同时要采集其血液时，则在用硫喷妥钠轻度麻醉后，将狗固定在狗手术台上。分离颈动脉，插一根较粗的塑料管，放低狗头，打开动脉夹，使动脉血流入装有抗凝血的容器内，并不断摇晃，以防血液凝固。