双酶切连接反应之全攻略
生物学霸
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前一阵子一直在做双酶切质粒重组,失败了很多次,不过很快改善了实验方法,用两周重组了 14 个质粒。现就自己的体会,结合丁香园战友的宝贵经验,谈一下质粒重组的一些个人经验。
一、回收 PCR 产物
在进行 PCR 扩增时候,给引物两端设计好酶切位点,一般说来,限制酶的选择非常重要,尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶,如 BamHI、HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的 BUFFER,以及各酶在公用 BUFFER 里的效率。选好酶切位点后,在各个酶的两边加上保护碱基。
双酶切时间及其体系:需要强调的是很多人建议酶切过夜,其实完全没有必要,我一般酶切三个小时,其实一个小时已经足够。应用大体系,如 100 μL。
纯化问题:纯化 PCR 产物割胶还是柱式,我推荐柱式,因为割胶手法不准,很容易割下大块的胶,影响纯化效率。现在的柱式纯化号称可以祛除引物,既然如此,酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。所以,PCR 产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。我用的是 TAKARA 的纯化柱试剂盒。
酶量的问题:以 TAKARA 的为例,其对一单位酶的定义如下:在 50 μL 反应液中,30℃ 温度下反应一小时,将 1 μg 的 λDNA 完全分解的酶量定义为一个活性单位 (U)。 而该酶浓度约为 15 单位/微升,在除外酶降解的 因素外,该酶可分解 15 μg 的 DNA,而一般从 1-4 mL 菌液提出的 DNA 约为 3 μg,而 PCR 纯化后的产物(50 体系)约为 3 μg,所以即便全部加进去,只要纯化的 质量好,酶切完全切得动。
二、酶切回收后的 PCR 产物与载体的连接
摩尔比的计算,很多人凭经验也可以。但对于初学者从头认真计算则 非常有必要。回收的载体片段:回收的 PCR 产物片段 =1:10 ,一般取前者 0.03 pmoL,后者取 0.3 pmol。
pmoL 为单位的 DNA 转换为为 µg 单位的 DNA:(X pmoles × 长度 bp × 650)/ 1 000 000(注:长度 bp × 650 是该双链 DNA 的分子量)所得数值即为 µg,也可以直接用这个公式套 1 pmoL 1000 bp DNA = 0.66 μg,如载体是 5380 bp,则 0.03 pmolL 为 0.03 × 5.38 × 0.66=0.106524 µg。
测 DNA 浓度可以在专用机子上测,注意 OD 值,一般约 1.8-2.0 。另外,如果嫌麻烦,也可用 MARKER 进行估测,如 MARKER2000,5 μL 的 MARKER 每个条带约 50 ng。
连接反应:TAKARA 的连接酶上的说明写的过夜,而其对连接酶单位的定义为:在 20 μL 的连接反应体系中,6 μg 的 λDNA-Hind III 的分解物在 16℃ 下反应 30 分钟时,有 90% 以上的 DNA 片段被连接所需要的酶量定义为一个活性单位(U)。而它的浓度为 350 U/μL ,所以完全够用。连接酶容易失活,注意低温操作,最好在冰上。时间三个小时足已。
三、转化
1. 做转化的时候,进行酶连接反应时,注意保持低温状态,因为 Ligase 酶很容易降解。为保险起见,一般连接三小时,16 度。
2. 对含有 AMP-RESISTENCE 的质粒铺板时,注意加 AMP 时的温度,温度过高,会使克隆株无法筛选出来. 我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里,烤箱一般温度为 55-60 度,然后做的时候拿出来,这样好掌握温度。铺板前后注意用吹风机吹干。
3. 对照的设立
为验证双酶切是否成功,可做如下对照:A 酶切反应时加各单酶分别切,两管,用同一种 BUFFER,跑胶,看单切的两管是否成线性。如两管均成线性可初步判断双酶切成功。
做转化时,也要进行对照。设四个:
(1)即拿双酶切的质粒产物也进行连接反应,这个对照可进一步看双酶切是否成功, 如果长出克隆,说明很有可能只进行了单酶切,如没长出克隆, 则证明双酶切成功,当然要保证感受态、培基、连接酶都「正常」的情况下。
(2)酶切过的未进行连接反应的双酶切产物,进行转化,这一步可以证明是否有残留的未被任何酶切的原始质粒。
(3)设原始质粒为对照,意为检测整个操作过程中是否有误。
(4)AMP 阴性板上用同一批感受态细胞铺板 20 微升足够,检测感受态状况。
4. 所有的试剂切记低温保存,一步一个脚印,不要偷懒,图省事最后却更费事,注意设立对照。
经 PCR 鉴定,克隆 90%~100% 的阳性率,所以在后面的挑克隆中,我只挑选 四个就足够了。然后双酶切鉴定,测序。
文章作者:丁香园版主@ springwel
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