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实验动物的给药方法

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在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

(一)注射给药法
1. 皮下注射
注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部;豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位;兔在背部或耳根部注射;蛙可在脊背部淋巴囊注射;狗多在大腿外侧注射,
拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出。

2. 皮内注射
此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是:将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴
皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射
当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射
先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5 厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射
是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快,作用时间较短。

⑴小鼠、大鼠的静脉注射——尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3 根,左右两侧和背侧各1 根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75%酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两
侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射。如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射,尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10g 体重0.1-0.2ml。

⑵豚鼠的静脉注射
一般采用前肢皮下头静脉。豚鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意。

⑶兔的静脉注射
一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定。注射部位除毛,用75%的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固
定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血。

⑷狗的静脉注射
狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入。

(二)经口给药法
1. 口服法
把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便,缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

2. 灌胃法
在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4~5cm,直径为1mm,大鼠的灌胃针长约6~8cm,直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。

⑴鼠类的灌胃法
用左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的口腔插入,压迫鼠的头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为3~4cm,大鼠或豚鼠为4~6cm。常用灌胃量小鼠为0.2~1ml,大鼠1~4ml,豚鼠1~5ml。

⑵狗、兔的灌胃法
先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中,再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中,如有气泡逸出,则说明灌胃管误入气管,需拔出重插。插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后,先拔出灌胃管,再拿出开口器。一次灌胃能耐
受的最大容积兔为80~100ml,狗为200 ~250ml。
 
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