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实验动物的标本采集

相关实验: 动物接种技术

最新修订时间:

简介

根据动物感染病毒的靶器官和排泄途径不同,采用相应的标本或组织,进一步进行病原学、细胞学、组织病理学、免疫学、生物化学或分子生物学的检测分析。

材料与仪器

器材:


①孵育箱


②剪刀、镊子等


③注射器


试剂:


①材料:实验动物


②消毒剂(2.5% 碘酒和 75% 酒精)

步骤

实验动物的标本采集几种方法基本过程如下:


1. 采血方法


(1) 大鼠、小鼠的采血方法:


①剪尾采血:适用于少量采血,如制作血涂片、白细胞计数等。动物麻醉后,将尾尖剪去约 5 mm,待血液流出后采集。也可用刀割破尾动脉或尾静脉,让血液自行流出。小鼠可每次采血约 0.1 mL,大鼠约 0.4 mL;


②眼眶后静脉丛采血:一手拇指及示指抓住鼠两耳之间的皮肤固定,轻轻压迫颈部两侧,使眼球充分外突。取血管在眼角与眼球之间向眼底方向刺入,旋转切开静脉丛,血液即流入取血管中。小鼠一次可采血 0.2~0.3 mL,大鼠一次可采血 0.5~1.0 mL。短期内可重复采血;


③颈(股)静脉或颈(股)动脉采血:麻醉动物,剪去操作部位的被毛,作颈静脉或颈动脉分离术,根据所需血量,使用注射器或采血器;


④摘眼球采血:用左手固定动物,压迫眼球,尽量使眼球突出,右手用摄子或止血钳迅速摘除眼球,迅速采集流出的血液。


(2) 豚鼠采血方法:


①耳缘切口采血:先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长 0.5 cm,切口边缘涂上 20% 的拘橡酸钠溶液,防止血凝,血自切口处流出,每次可采血 0.5 mL;


②背中足静脉采血:固定豚鼠,将其右或左后肢膝关节伸直,脚背消毒,找出足静脉,一手拇指和示指拉住豚鼠的趾端,一手将注射针刺入静脉,拔针后立即出血;


③心脏采血:用手指触摸,选择心跳最明显的部位,将注射针刺入心脏,血液即流入针管。


(3) 兔的采血方法:


①耳缘静脉采血:固定动物,去耳缘被毛,消毒。轻弹兔耳,使静脉扩张,用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液随即流出。本法是兔最常用的采血方法,可多次重复;


②耳中央动脉采血:在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。一手固定,一手持注射器,在中央动脉的末端,沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉,血液进入针管。刺入部位应从中央动脉末端开始;


③颈静脉采血:方法见鼠颈静脉采血;


④心脏采血:使家兔仰卧,在第三肋间胸骨左缘 3 mm 处刺入。针头刺入心脏后,持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。


2. 脑脊液的采集


(1) 狗、兔脑脊液的采集:通常采取脊髓穿刺法,穿刺部位在两骼连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物麻醉后侧卧位固定,头尾部尽量弯向腰部,去被毛。消毒后一手固定穿刺部位的皮肤,腰穿针垂直刺入,当有落空感及动物的后肢跳动时,针巳达椎管内,抽去针芯,即见脑脊液流出。如无脑脊液流出,轻轻调节进针方向及角度。避免脑脊液流出太快,以免形成脑茹。

(2) 大鼠脑脊液的采集:可采用枕大孔直接穿刺法。大鼠麻醉后,头部固定。去被毛、消毒。手术暴露枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。缝合皮肤,处理刀口。


3. 尿液的采集常用的采集方法较多,一般在实验前需给动物灌服一定量的水。


(1) 代谢笼法:此法较常用,适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。一般需收集 5 小时以上的尿液,最后取平均值。


(2) 导尿法:常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后,固定于手术台上,导尿管导尿。


(3) 穿刺膀胱法:动物麻醉后固定,在耻骨联合上腹中线上去被毛,消毒穿刺。


(4) 反射排尿法:小鼠被人抓住尾巴提起时出现排泄反射,故需采取少量尿液时,可提起小鼠,将排出的尿液接到带刻度的容器内。


4. 腹水的采集:抽取大鼠、小鼠的腹水时,抓取固定动物,使动物腹部朝上,消毒皮肤,针头在腹股沟和腹中线之间刺入腹腔,腹压高时腹水自然流出,腹水少时可用注射器抽取。


5. 胃液的采集:通过刺激,使胃液分泌增加,再用插胃管的办法抽取胃液。


6. 胆汁的采集:采集胆汁需要施行手术。


7. 胰液的采集:胰液的采集基本同胆汁的采集。

来源:丁香实验

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